guia - nacional - coleta - 2012, Notas de estudo de Ciências Biologicas

Baixe guia - nacional - coleta - 2012 e outras Notas de estudo em PDF para Ciências Biologicas, somente na Docsity! Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras Água, Sedimento, ComunidadeS aquÁtiCaS e efluenteS líquidoS 1introdução Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras Água, Sedimento, ComunidadeS aquÁtiCaS e efluenteS líquidoS 4 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras Equipe editorial Supervisão de edição: Superintendência de Implementação de Programas e Projetos - SIP/ANA. Banco Interamericano de Desenvolvimento - BID. Companhia Ambiental do Estado de São Paulo - CETESB. Elaboração dos originais: Companhia Ambiental do Estado de São Paulo - CETESB. Revisão dos originais: Companhia Ambiental do Estado de São Paulo - CETESB. Superintendência de Implementação de Programas e Projetos - SIP/ANA. Produção: Athalaia Gráfica e Editora. Projeto gráfico / Capa / Diagramação: Eduardo Meneses Fotografias: Banco de imagens da CETESB. Tiragem: 2.000 exemplares Todos os direitos reservados. E permitida a reprodução de dados e de informações contidos nesta publicação, desde que citada a fonte. CAtAloGAção nA Fonte: CeDoC/BiBlioteCA C737g Companhia Ambiental do Estado de São Paulo. Guia nacional de coleta e preservação de amostras: água, sedimento, comunidades aquáticas e efluentes líquidos / Companhia Ambiental do Estado de São Paulo; Organizadores: Carlos Jesus Brandão ... [et al.]. -- São Paulo: CETESB; Brasília: ANA, 2011. 326 p.: il. ISBN – 1. Água, Monitoramento 2. Água, Coleta de amostras. 3. Água, Preservação de amostras. I. Brandão, Carlos Jesus, org. II. Botelho, Marcia Janete Coelho, org. III. Sato, Maria Inês Zanoli, org. IV. Lamparelli, Marta Condé, org. V. Título CDU (2. ed.) 556.043(81)(058) © Agência Nacional de Águas – ANA, 2011 Setor Policial Sul, Area 5, Quadra 3, Blocos B, L, M e T. CEP: 70.610-200, Brasília – DF. PABX: (61) 2109-5400 | (61) 2109-5252 www.ana.gov.br © Companhia Ambiental do Estado de São Paulo – CETESB, 2011 Av. Professor Frederico Hermann Júnior, 345, térreo, Alto de Pinheiros CEP 05.459-900 São Paulo – SP www.cetesb.sp.gov.br Organizadores Carlos Jesus Brandão Márcia Janete Coelho Botelho* Maria Inês Zanoli Sato Marta Condé Lamparelli Autores Adriana Castilho R. de Deus Setor de Comunidades Aquáticas Cacilda J. Aiba*, Divisão de Análises Físico-Químicas Carlos Jesus Brandão Setor de Amostragem Carlos Ferreira Lopes Setor de Atendimento a Emergência Carlos Roberto Fanchini Agência Ambiental de Jundiai Déborah Arnsdorff Roubicek Setor de Toxicologia Humana e Saúde Ambiental Elayse Maria Hachich Setor de Microbiologia e Parasitologia Francisco J. Ferreira Setor de Química Inorgânica Gilson Alves Quináglia Setor de Análises Toxicológicas Helena Mitiko Watanabe Setor de Comunidades Aquáticas João Carlos Carvalho Milanelli Agência Ambiental de Ubatuba José Eduardo Bevilacqua Diretoria de Avaliação de Impacto Ambiental Júlio César Swartelé Rodrigues Setor de Avaliação de Sistema de Saneamento Luis Altivo Carvalho Alvim Setor de Hidrologia e Interpretação de Dados Mara Elisa Pereira Salvador* Setor de Comunidades Aquáticas Márcia Janete Coelho Botelho * Setor de Comunidades Aquáticas Maria do Carmo Carvalho Setor de Comunidades Aquáticas Maria Inês Zanoli Sato Departamento de Análises Ambientais Marta Condé Lamparelli Divisão de Análises Hidrobiológica Mônica Luisa Kuhlmann Setor de Comunidades Aquáticas Neusa Akemi N. Beserra Setor de Química Orgânica Paulo Fernando Rodrigues Setor de Águas Subterrâneas e Solo Paulo Sérgio Gonçalves Rocha Setor de Amostragem Regis Nieto Setor de Avaliação de Sistema de Saneamento Ricardo Minçon Filho* Setor de Amostragem Rita Cerqueira Ribeiro de Souza* Setor de Comunidades Aquáticas Rogério Visquetti de Santana Setor de Amostragem Rosalina Pereira de A. Araújo Setor de Ecotoxicologia Aquática Valéria Aparecida Prósperi Setor de Ecotoxicologia Aquática Venicio Pedro Ribeiro Setor de Amostragem Vivian Baltazar Setor de Amostragem COMPANHIA AMBIENTAL DO ESTADO DE SÃO PAULO – CETESB Colaboradores Cesar Augusto Martins Roda* Setor de Amostragem Fernando de Caires Setor de Amostragem Geraldo G. J. Eysink* Setor de Comunidades Aquáticas Guiomar Johnscher Fornasaro Setor de Comunidades Aquáticas Marcelo Adriano de Oliveira Setor de Amostragem Meron Petro Zajac Diretoria de Avaliação de Impacto Ambiental Nancy de Castro Stoppe* Setor de Microbiologia e Parasitologia Osvaldo Atanagildo da Silva Setor de Amostragem Renato Pizzi Rossetti Setor de Hidrologia e Interpretação de Dados *ex-funcionários da CETESB e suas áreas de origem AGÊNCIA NACIONAL DE ÁGUAS - ANA Colaboração Técnica Adriana de Araujo Maximiano Ana Paula Montenegro Generino Doralice Meloni Assirati Maria Cristina de Sá Oliveira Matos Brito Paulo Augusto Cunha Libânio BANCO INTERAMERICANO DE DESENVOLVIMENTO - BID Apoio Fernanda Campello (consultora) Irene Guimarães Altafin Janaina Borges de Pádua Goulart Rafael Porfírio Tavares (consultor) Figura 1. Planejamento para a seleção de locais e posições de monitoramento 32 Figura 2. Etapas principais para o planejamento de programas de amostragem 34 Figura 3. Efeito da variabilidade temporal na estimativa quantitativa da concentração de uma dada variável: (A) Variações aleatórias; (B) Variações aleatórias e cíclicas 37 Figura 4. Representação esquemática da mistura de um efluente com o rio: Vista Superior – dispersão lateral do efluente; Corte Lateral – dispersão vertical e lateral do efluente 41 Figura 5. Variação da qualidade de um corpo d’água considerando a distância do ponto de lançamento de descarga: (A) Local de amostragem próximo à descarga; (B) Posição intermediária do local de amostragem; (C) Local de amostragem distante da descarga 43 Figura 6. Dimensões do tecido de gaze para a confecção da mecha para coleta de amostras para análise de patógenos 64 Figura 7. Mecha empregada na técnica de Moore: (A) Esquema; (B) foto da mecha de gase com meio de transporte (Carry Blair) 64 Figura 8. Esquema de replicata para cálculo de incerteza da amostragem 79 Figura 9. Balde de aço inox 84 Figura 10. Coletor com braço retrátil: (A) Vista lateral do equipamento montado; (B) Vista do balde e do braço retrátil desmontado; (C) Vista superior do balde coletor 84 Figura 11. Batiscafo: (A) Batiscafo fechado; (B) Esquema ilustrativo em corte do equipamento; (C) Batiscafo aberto 85 Figura 12. Esquema de uma Garrafa de van Dorn 86 Figura 13. Garrafa de Niskin 86 Figura 14. Mensageiro: (A) Equipamento industrializado; (B) Mensageiro manufaturado 86 Figura 15. Garrafa de van Dorn de fluxo vertical: (A) Garrafa desmontada; (B) Garrafa montada 87 Figura 16. Garrafa de van Dorn de fluxo horizontal: (A) Garrafa desmontada; (B) Garrafa montada 87 Figura 17. Armadilha de Schindler-Patalas 88 Figura 18. Rede de plâncton: (A) Vista frontal da rede e copo coletor; (B) Vista lateral da rede e copo coletor 89 lista De fiGuras Figura 19. Copo coletor de rede de plâncton: (A) Inox; (B) PVC 89 Figura 20. Fluxômetro 91 Figura 21. Pegador Ekman-Birge: (A) Equipamento desmontado; (B) Equipamento montado 92 Figura 22. Pegador Ekman-Birge, modificado por Lenz: (A) Vista lateral do equipamento montado; (B) Vista frontal do equipamento fechado com fracionador de sedimento inserido 94 Figura 23. Pegador Petersen modificado 95 Figura 24. Pegador van Veen 96 Figura 25. Pegador Ponar Pequeno 97 Figura 26. Pegador Shipek - (A) Desmontado; (B) Montado 98 Figura 27. Testemunhador modelo Kajak-Brinkhurst (K-B corer) 99 Figura 28. Pegador Manual 100 Figura 29. Draga Retangular 101 Figura 30. Delimitador Surber 102 Figura 31. Delimitador Hess-Canton 102 Figura. 32. Detalhe do delimitador para estimativa da porcentagem de cobertura de comunidades de costão rochoso 103 Figura 33. Dimensões do delimitador 103 Figura 34. Máquina fotográfica montada com lente “close-up”, suporte com delimitador de enquadramento e flashes 104 Figura 35. Detalhe do delimitador para estimativa da estrutura espacial de comunidades de costão rochoso, indicando suas respectivas dimensões em centímetros 105 Figura 36. Medidor de declive de praia 105 Figura 37. Rede Manual 106 Figura 38. Substrato artificial do tipo cesto preenchido com pedra de brita 108 Figura 39. Substrato artificial do tipo flutuador, com lâminas de vidro: (A) Vista superior do flutuador; (B) Vista do flutuador instalado próximo à margem 109 Figura 40. Substrato artificial do tipo flutuador, com lâminas de vidro: Detalhe do fio náilon de sustentação do flutuador 110 Figura 41. Perifitômetro com escova -VIS, 1997, modificado 111 Figura 42. Rede de espera de superfície 121 Figura 43. Rede de espera armada 122 Figura 44. Retirada da rede de espera 122 Figura 45. Rede de espera ancorada no fundo 123 Figura 46. Exemplos de espinhéis 124 Figura 47. Caniço ou vara de pesca 125 Figura 48. Curral 126 Figura 49. Cesto ou canastra 126 Figura 50. Cesto ou canastra 127 Figura 51. Diferentes armadilhas “Tipo Covo”: (A) Armadilha de forma cilíndrica; (B) Armadilha para pesca da lagosta; (C) Armadilha para peixes de pequeno porte em rios 127 Figura 52. Rede de arrasto manual: (A) Foto da rede de arrasto manual em operação; (B) Esquema da rede de arrasto manual 128 Figura 53. Rede de arrasto por embarcação 129 Figura 54. Rede de arrasto manual do tipo saco: A) Foto da rede de arrasto manual tipo saco em operação; (B) Esquema do detalhe do saco 129 Figura 55. Tarrafa: (A) Tarrafa em uso; (B) Vista superior da tarrafa 130 Figura 56. Puçá: (A) Vista lateral (Foto: Adriana C. C. R. de Deus); (B) Equipamento em uso 130 Figura 57. Pesca elétrica com aparelhagem do tipo móvel (mochila) 131 Figura 58. Localização genérica de pontos de coleta de água superficial em grandes cursos de água 134 Figura 59. Coleta de amostras de água superficial: (A) Disposição dos frascos com identificação; (B) Distribuição da amostra em todos os frascos; (C) Frascos preechidos com amostra 137 Figura 60. Coleta de amostras de água superficial para análise de OD: (A) Batiscafo; (B) Fechamento do frasco 137 Figura 61. Procedimento de preservação de amostra: (A) Adição de ácido nítrico 1+1 para preservação de metais pesados; (B) Adição de acetato de zinco para preservação de sulfeto 137 Figura 62. Coleta de amostra em profundidade com garrafa de van Dorn de Fluxo Vertical 138 Figura 63. Filtração em campo de amostra para metais dissolvidos 140 Figura 64. Coleta de amostra com balde de aço inox para Teste de Ames 142 Figura 105. Medidor Magnético 275 Figura 106. Rotâmetro 276 Figura 107. Método das Coordenadas Geométricas do Jato: (A) Vista em corte longitudinal do tubo; (B) Detalhe do corte frontal do tubo 277 Figura 108. Aplicação do Método das Coordenadas Geométricas do Jato a canalizações inclinadas 278 Figura 109. Método Califórnia: (A) Detalhe do corte frontal do tubo; (B) Vista em corte longitudinal do tubo 279 Figura 110. Método Califórnia para condutos inclinados 279 Figura 111. Método Califórnia Modificado: (A) Tubo horizontal; (B) Tubo inclinado 280 lista De tabelas Tabela 1. Comparação entre recipientes de vidro (borossilicato) e polietileno, polipropileno ou outro polímero inerte. 56 Tabela 2. Resumo dos controles de qualidade requeridos para amostragem 81 Tabela 3. Principais características de alguns amostradores de sedimento, comunidades bentônicas e perifíticas 113 Tabela 4. Classificação do zooplâncton em função do tamanho dos organismos 172 Tabela 5. Recomendações para a seleção do equipamento de coleta de zooplâncton em diferentes ambientes. 173 Tabela 6. Características principais dos estudos passivos e ativos e determinação de biomassa de macrófitas aquáticas 183 Tabela 7. Metodologia de amostragem de declive e perfil de praias. 196 Tabela 8. Caracterização Típica para Efluentes Industriais 232 Tabela 9. Distância recomendada entre verticais 261 ANEXOS Tabela A1. Armazenamento e preservação de amostras para ensaios físico-químicos inorgânicos - Água e Sedimento 291 Tabela A2. Armazenamento e preservação de amostras para ensaios de compostos químicos orgânicos – Água e Sedimento 295 Tabela A3. Armazenamento e preservação de amostras para ensaios de cianobactérias e cianotoxina 300 Tabela A4. Armazenamento e preservação de amostras para ensaios ecotoxicológicos com organismos aquáticos – Água e Sedimento 301 Tabela A5. Armazenamento e preservação de amostras para testes de toxicidade aguda com bactérias luminescentes Vibrio fischeri (Microtox) – Água e Sedimento 303 Tabela A6. Armazenamento e preservação de amostras para ensaios de mutagenicidade (Salmonella/microssoma) – Água e Sedimento 304 Tabela A7. Armazenamento e preservação de amostras para ensaios microbiológicos - Água e Sedimento 305 Tabela A8. Armazenamento e preservação de amostras para ensaios de clorofila a e feofitina a – Água bruta 307 Tabela A9. Armazenamento e preservação de amostras para ensaios de fitoplâncton – Água 308 Tabela A10. Armazenamento e preservação de amostras para ensaios de perifíton 309 Tabela A11. Armazenamento e preservação de amostras para ensaios de zooplâncton 309 Tabela A12. Armazenamento e preservação de amostras para ensaios com macrófitas 310 Tabela A13. Armazenamento e preservação de amostras para ensaios com bentos 311 Tabela A14. Armazenamento e preservação de amostras para ensaios de nécton (peixes) 313 Nos seus 50 anos de atividade, o Banco Interamericano de Desenvol- vimento (BID) acumulou experiência valiosa em diversas áreas de atu- ação, tanto no Brasil como nos demais países da Região. O mandato do BID em apoio aos esforços de desenvolvimento dos pa- íses da América Latina e Caribe é bastante amplo e sua estratégia se baseia em dois pilares sobre os quais se constroi o desenvolvimento da Região nas próximas décadas: a redução da pobreza e da desigualda- de; e o crescimento econômico e social sustentado e ambientalmente sustentável. A gestão adequada dos recursos hídricos e a garantia do acesso à água à toda população são requisitos essenciais para que se promova o desenvolvimento calcado nesses dois pilares. No tema da Água, o BID tem se mostrado um parceiro importante do Brasil, não só pelo seu caráter pioneiro na implantação de programas de saneamento ambiental e de programas sociambientais integrados, como também no apoio à implantação da legislação vigente na área do abastecimento de água, esgotamento sanitário, drenagem urbana e gestão de resíduos sólidos. Com respeito à gestão dos recursos hídricos, o BID junta-se à Agên- cia Nacional de Águas (ANA) em uma cooperação voltada ao apoio ao Programa Nacional de Avaliação da Qualidade das Águas – PNQA, que irá prover a sociedade brasileira do conhecimento sobre a qualidade das águas superficiais e subsidiar os orgãos governamentais, nas diversas esferas, na elaboração de políticas públicas. Prefácio A publicação do Guia Nacional de Coleta e Preservação de Amostras de Água, Sedimento, Comunidades Aquáticas e Efluentes Líquidos, elaborado pela CETESB em conjunto com a ANA faz parte desta parceria, que in- clui, também, a produção de um vídeo que demonstra os procedimen- tos constantes no Manual e a elaboração do Panorama da Qualidade das Águas Superficiais do Brasil – 2010. O BID se orgulha em participar de uma iniciativa tão relevante para o País no tema de recursos hídricos. Fernando Carrillo-Flórez Representante do BID no Brasil O monitoramento e o diagnóstico da qualidade ambiental, bem como as ações de fiscalização, envolvem a medida de uma ou mais variáveis, cujos resultados serão utilizados para avaliar as condições de um am- biente e dar subsídios para a tomada de medidas preventivas e corre- tivas, com base na legislação existente. Nesse sentido, os objetivos do trabalho, as estratégias de amostragem e os métodos de análises a se- rem empregados, devem ser criteriosamente definidos para se obter resultados robustos. A etapa de amostragem é crucial nesse processo, pois o material cole- tado deve representar de forma fidedigna o local amostrado. A seleção criteriosa dos pontos de amostragem e a escolha de técnicas adequa- das de coleta e preservação de amostras são primordiais para a confia- bilidade e representatividade dos dados gerados. A CETESB sempre esteve na vanguarda desse tema, atenta à impor- tância dos programas e processos de amostragem dentro de suas ativi- dades, de tal forma que em 1988 publicou o “Guia de Coleta e Preser- vação de Amostras de Água”, o qual tem sido extensivamente utilizado, não só no Estado de São Paulo, mas em todo o país, sendo ainda hoje referência em nível nacional. Considerando a necessidade de acompanhar a evolução analítica, com técnicas de ponta e limites de quantificação cada vez menores que re- querem a inovação também das técnicas de coleta e o avanço da utili- zação de novas variáveis biológicas e toxicológicas na área ambiental, os técnicos da CETESB sentiram a necessidade de trabalhar em um novo Guia de Coleta no intuito de trazer para os profissionais das áre- as de meio ambiente, saneamento, saúde, recursos hídricos e público interessado a sua experiência e conhecimento adquiridos nesses nos últimos 23 anos de atividades. aPreseNtação sumário 1 INTRODUÇÃO 31 2 PLANEJAMENTO DE AMOSTRAGEM 35 2.1 Definição do Programa de Amostragem 35 2.1.1 Usos do Corpo d’Água 35 2.1.2 Natureza da Amostra 36 2.1.3 Parâmetros de Caracterização da Área de Estudo 36 2.1.4 Informações sobre a Área de Influência 39 2.1.5 Local e Pontos de Coleta 40 2.1.5.1 Água Bruta 40 2.1.5.2 Água Tratada 43 2.1.5.3 Sedimento 44 2.1.5.4 Efluentes Líquidos e Corpos Hídricos Receptores 46 2.1.6 Apoio Operacional 46 2.1.7 Capacidade Analítica Laboratorial 46 2.1.8 Recursos Financeiros e Humanos 47 3 ORGANIZAÇÃO DOS TRABALHOS DE CAMPO 49 3.1 Planejamento das atividades 49 3.2 Coleta e Preservação de Amostras 51 3.2.1 Coleta e Tipos de Amostras 51 3.2.2 Preservação de amostra 54 3.3 Acondicionamento, Transporte e Armazenamento de Amostras 56 3.3.1 Acondicionamento 56 3.3.1.1 Tipos de Recipientes 56 3.3.1.2 Limpeza e Preparo de Recipientes 58 3.3.2 Transporte e Armazenamento 65 3.4 Segurança nos Trabalhos de Campo 65 3.4.1 Transporte Rodoviário 66 3.4.2 Acesso aos Pontos de Amostragem 66 3.4.3 Embarcações 67 3.4.4 Manipulação de Reagentes e Soluções 68 3.4.5 Amostras de Efluentes (industriais e domésticos) e Resíduos Sólidos 68 3.5 Preparo de Soluções e Reagentes 69 3.5.1 Formol Neutralizado 69 3.5.2 Formol Neutralizado, com Sacarose 69 3.5.3 Meio de Transporte Cary e Blair (Técnica de Moore) 69 3.5.4 Solução de Acetato de Zinco (Zn (C 2 H 3 O 2 ) 2 ) 2M 70 3.5.5 Solução de Ácido Clorídrico (HCl) 1+9 (10%) 70 3.5.6 Solução de Ácido Clorídrico (HCl) 1+1 (50%) 70 3.5.7 Solução de Ácido Nítrico (HNO 3 ) 1+9 (10%) 70 3.5.8 Solução de Ácido Nítrico (HNO 3 ) 1+1 (50%) 70 3.5.9 Solução de Ácido Sulfúrico (H 2 SO 4 ) 1+1 (50%) 71 3.5.10 Solução de Ácido Sulfúrico (H 2 SO 4 ) 1+9 (10%) 71 3.5.11 Solução de Ácido Sulfúrico (H 2 SO 4 ) / Ácido Nítrico (HNO 3 ) 10% (6+1) 71 3.5.12 Solução Alcali-Iodeto-Azida 71 3.5.13 Solução de Álcool 70º GL 71 3.5.14 Solução de Carbonato de Magnésio (MgCO 3 ) 1% 71 3.5.15 Solução de Cloreto de Cálcio Dihidratado (CaCl 2 .2H 2 O) 1% 72 3.5.16 Solução de Corante Rosa-de-bengala 0,1% 72 3.5.17 Solução de Detergente Alcalino 0,1 % 72 3.5.18 Solução de Detergente Enzimático 0,5 % 72 3.5.19 Solução de EDTA (C 10 H 16 N 2 O 8 ) 15% 72 3.5.20 Solução de Formol 4% 72 3.5.21 Solução de Formol 5% 72 3.5.22 Solução de Formol 10% 72 3.5.23 Solução de Formol 20% 73 3.5.24 Solução de Fluoreto de Potássio 20% 73 3.5.25 Solução de Hidróxido de Sódio (NaOH) 10M 73 3.5.26 Solução de Amido 73 3.5.27 Solução de Lugol (iodo ressublimado e iodeto de potássio - KI) 73 3.5.28 Solução Metanol/Amônio (50+1 v/v) 73 3.5.29 Solução de Sulfato Manganoso 2,14 M 73 3.5.30 Solução de Tiossulfato de Sódio (Na 2 S 2 O 3 ) 0,0125 N padronizada 74 3.5.31 Solução de Tiossulfato de Sódio (Na 2 S 2 O 3 ) 3% 74 3.5.32 Solução de Tiossulfato de Sódio (Na 2 S 2 O 3 ) 10% 74 3.5.33 Solução Transeau 74 4 CONTROLE DE QUALIDADE NA AMOSTRAGEM 75 4.1 Brancos 76 4.1.1 Branco de Campo e de Viagem 76 4.1.2 Branco de Equipamentos 76 4.1.3 Branco de Frascaria 77 4.1.4 Branco de Sistema de Filtração 77 4.2 duplicata de Campo 78 4.3 temperatura de transporte e armazenamento 78 4.4 incerteza da amostragem 79 10 MEDIÇÃO DE VAZÃO 257 10.1 Medição de Vazão em Canais Abertos 258 10.1.1 Método Volumétrico 259 10.1.2 Medição com Flutuadores 259 10.1.3 Método Convencional com Molinete Hidrométrico 260 10.1.4 Método Acústico 265 10.1.5 Método do Traçador 266 10.1.6 Medição com Dispositivos de Geometria Regular 268 10.2 Medição de Vazão com Dispositivos Instalados em Tubos 272 10.2.1 Medidor Venturi 272 10.2.2 Medição com Bocais e Orifícios 273 10.2.3 Tubo de Pitot 274 10.2.4 Medidor Magnético 275 10.2.5 Rotâmetro 276 10.3 Medição de Vazão em Tubos com Descarga Livre 277 10.3.1 Método das Coordenadas Geométricas do Jato 277 10.3.2 Método Califórnia 278 11 BIBLIOGRAFIA 281 ANEXOS ANExO 1 – PROCEDIMENTOS PARA O ARMAZENAMENTO E PRESERVAÇÃO DE AMOSTRAS POR ENSAIO 289 ANExO 2 – GLOSSÁRIO 315 ANExO 3 – RESOLuÇÃO ANA Nº 724/2011 323 31introdução 1 INTRODUÇÃO A presente publicação reúne o conhecimento técnico para realização de coleta e preservação de amostras de águas brutas, tratadas, residuárias, sedimentos e biota aquática, visando à fiscalização, controle e a caracterização da qualidade ambiental. A coleta e preservação de amostras infelizmente ainda são considera- das como atividades simples, que não exigem qualquer critério ou co- nhecimento cientifico. Essa percepção é completamente falha, porque uma amostra, por definição, representa o próprio ambiente estudado e, assim, a sua coleta exige profundo conhecimento técnico e científico, o que significa contar com recursos humanos altamente treinados e ca- pacitados para desenvolverem as atividades em campo. A definição dos usos previstos para o corpo d’água, o conhecimento dos riscos à saúde da população, os danos aos ecossistemas, a toxici- dade das substâncias químicas, os processos industriais e as medi- das de vazão, somam algumas das informações básicas necessárias para se definirem as técnicas e as metodologias de coleta que serão utilizadas, a definição dos locais de amostragem e a seleção de parâ- metros que serão analisados. Sem isso, qualquer programa para avaliar a qualidade ambiental pode gerar dados não representativos sobre a área de estudo. Na escolha do local adequado para o programa de amostragem é im- portante considerar que a qualidade de um corpo d’água varia confor- me o local (espacial) e o decorrer do tempo (temporal). Para garantir a homogeneidade e representatividade do local de amostragem propos- to, as ações a serem tomadas devem ser cuidadosamente planejadas, como detalhado na Figura 1. capíTUlO 1 34 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras definiÇão clara dos objetivos seleÇão dos parÂmetros e locais de amostragem seleÇão do nÚmero de amostras e tempo de amostragem seleÇão dos métodos analíticos seleÇão dos eQuipamentos e métodos de coleta e preservaÇão de amostras plano de amostragem reavaliaÇão da metodologia e interpretaÇão de dados Este guia traduz a experiência da CETESB na coleta e preservação de amostras, apresentando critérios e metodologias internacionalmente conhecidas para ensaios físico-químicos, microbiológicos, biológicos e toxicológicos. Determinadas técnicas de hidrometria também foram incluídas, pois permitem a determinação das cargas poluidoras e, por isso, representam uma importante contribuição para o planejamento e execução da amostragem ambiental. Figura 2. etapas principais para o planejamento de programas de amostragem. 35planejamento de amostragem 2 PLANEJAMENTO DE AMOSTRAGEM A caracterização de um ecossistema aquático é uma tarefa complexa e envolve grande número de variáveis, o que pode conduzir à elaboração de programas de amostragem com extensão e recursos super dimen- sionados e uma relação custo/beneficio inadequada. Estabelecer um plano de amostragem é apenas uma das etapas neces- sárias à caracterização do meio a ser estudado, mas dele dependem todas as etapas subsequentes: ensaios laboratoriais, interpretação de dados, elaboração de relatórios e tomada de decisões quanto à quali- dade desses ambientes. Os responsáveis pela programação, bem como os técnicos envolvidos na execução dos trabalhos de coleta, devem estar totalmente familia- rizados com os objetivos, metodologias e limitações dos programas de amostragem, pois as observações e dados gerados em campo ajudam a interpretar os resultados analíticos, esclarecendo eventualmente da- dos não-conformes. 2.1 Definição do Programa de Amostragem A definição do programa de coleta de amostras exige a consideração de algumas variáveis, tais como: usos, natureza, área de influência e caracte- rísticas da área de estudo, pois a definição da metodologia de coleta, pre- servação de amostras e dos métodos analíticos depende desses fatores. 2.1.1 Usos do Corpo d’Água A caracterização deve considerar o(s) uso(s) preponderante(s) do cor- po d’água, como: (a) consumo humano, (b) preservação da vida aquáti- ca; (c) irrigação e dessedentação de animais; (d) abastecimento indus- trial; (e) recreação entre outros. cAPíTuLO 2 36 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras 2.1.2 Natureza da Amostra As amostras podem ser coletadas em águas classificadas como bruta, tratada ou residuária; superficial ou subterrânea; interior ou costeira; doce, salobra ou salina. A natureza do corpo d’água é determinante para o planejamento e coleta da biota aquática e do sedimento de fundo. 2.1.3 Parâmetros de Caracterização da Área de Estudo Atualmente dispõe-se de centenas de variáveis ou determinantes que podem ser empregados para caracterizar um corpo de água, envolvendo parâmetros físicos, químicos, microbiológicos, biológicos, toxicológicos e radiológicos. Esses parâmetros devem ser definidos com o conhecimen- to adequado do seu significado, abrangência, limitações, confiabilidade, referências para comparações e custos para sua obtenção. As combinações entre essas variáveis não permitem formular planos padrões. Cada caso deve ser estudado individualmente, sendo que os parâmetros e critérios mais empregados incluem os estabelecidos na legislação vigente. A formulação dos programas requer ainda definições relativas aos se- guintes fatores: • Variabilidade espacial: de maneira geral, os corpos de água super- ficiais apresentam variações quanto às concentrações dos seus constituintes nos diferentes pontos de uma seção transversal, bem como ao longo do eixo longitudinal de deslocamento. Há ainda uma variação no eixo vertical, a qual é mais pronunciada em corpos d’água mais profundos. • Variação temporal: A concentração dos constituintes de um corpo d’água pode ainda variar ao longo do tempo, num mesmo ponto, de forma aleatória ou cíclica em função das características das contri- buições recebidas ou das variáveis meteorológicas. Em zonas estu- arinas, por exemplo, a influência das marés provoca de forma cíclica profundas alterações nas características dessas águas. Para o estabelecimento do local, momento e frequência de coleta das amostras, deve-se definir previamente se o estudo visa a obter uma ca- racterística média, valores máximos ou mínimos, ou a caracterização instantânea de um ponto do corpo receptor. A melhor solução técnica 39planejamento de amostragem Quando o objetivo de um programa é avaliar concentrações médias de uma dada variável dentro de um dado período (geralmente 24 horas), pode-se, em alguns casos, reduzir o número das amostras necessárias ao ensaio, pela obtenção de amostras compostas, formadas pela mistu- ra de alíquotas individuais apropriadas. Para a retirada dessas alíquotas pode-se empregar amostradores automáticos programáveis. As amos- tras compostas são úteis quando se deseja obter a qualidade média de um corpo de água não homogêneo. Nesse caso, são retiradas alíquotas em vários pontos e profundidades do corpo de água, reunindo-se todas em uma única amostra. A desvantagem de se compor uma amostra é que pode se perder a associação com as demais variáveis de caracteri- zação do corpo d’água ou efluente, que foram coletadas pontualmente. Para a tomada de amostras compostas, os seguintes cuidados devem ser observados: • Não podem ser empregadas para a determinação de variáveis que se alterem durante a manipulação das alíquotas; é o caso do oxigê- nio dissolvido, pH, dióxido de carbono livre, microrganismos, me- tais dissolvidos, compostos voláteis e óleos e graxas. • Deve-se obedecer às recomendações relativas ao prazo máximo entre a retirada da alíquota e o início da análise no laboratório. No caso da DBO, por exemplo, quando se quer formar uma amostra composta de 24 horas, ao ser retirada a última alíquota o prazo já expirou para as primeiras. • É importante considerar a possibilidade de se tomarem alí- quotas individuais proporcionais às vazões do corpo de água no instante da coleta, quando se deseja estimar cargas polui- doras, especialmente em escoamentos que apresentem va- riações sensíveis de vazão ao longo do período de amostra- gem, tanto para o ambiente aquático como para efluentes. 2.1.4 Informações sobre a Área de Influência O planejamento adequado envolve a obtenção de informações prelimina- res sobre a área de influência do corpo d’água a ser amostrado, como: • Levantamento de estudos já realizados no local que contribuam com informações sobre as características da área de estudo e as principais atividades poluidoras na bacia, que podem influir na qua- 40 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras lidade das águas, tais como: indústria, agricultura, mineração, zonas urbanas, etc., a fim de estabelecer os locais de amostragem; • Elaboração de croqui com a localização dos possíveis pontos de coleta; • Visita à área de estudo para georreferenciamento dos locais de coleta por meio de GPS (“Global Position System”), levantamento fotográfico com as características locais e contato com as pessoas do local a fim de se obter dados adicionais que confirmem ou es- clareçam os dados preliminares levantados (lançamentos de lixo, resíduos industriais ou domésticos no corpo de água ou nas suas margens, e outras informações); • Verificação das vias de acessos, bem como a situação das mes- mas, tempo necessário para a realização dos trabalhos, dispo- nibilidade de apoio local para armazenamento e transporte de material de coleta e amostras, colocação da embarcação (como ma- rinas, clubes etc.), avaliando possíveis limitações ou interferências. 2.1.5 Local e Pontos de Coleta Muitas vezes os objetivos determinam os locais e pontos de coleta. Por exemplo, quando se quer avaliar a eficiência de uma unidade de trata- mento (industrial ou de esgoto), necessariamente é preciso amostrar o afluente e o efluente dessa estação. Entretanto, quando os objetivos estabelecidos apontam apenas para uma indicação geral, como o efei- to de um efluente na qualidade de água de um rio ou a avaliação da qualidade da água potável distribuída para a população, é necessário selecionar cuidadosamente os locais de amostragem. 2.1.5.1 Água Bruta É preciso considerar que todo corpo d’água é heterogêneo e que, seja qual for o local de amostragem, este não é representativo de todo o sistema1 em estudo. Por esse motivo, devem ser selecionados locais adequados às necessi- dades de informação de cada programa. Entre os fatores responsáveis pela heterogeneidade de um corpo d’agua podemos citar: 1 A palavra sistema é usada para representar bacias hidrográficas, cursos de água, rios, lagos, reservatórios, estações de tratamento e sistemas de distribuição, entre outros. 41planejamento de amostragem a) Estratificação térmica vertical, decorrente de variação da tempera- tura ao longo da coluna d’água e do encontro de massa de água; b) Zona de mistura, formada por dois ou mais tipos de águas que es- tão em processo de mistura (rio logo a jusante da descarga de um efluente ou tributário) (Figura 4), sendo que a coleta deve ser reali- zada após a completa mistura (Fig. 4, trecho A-A); c) Distribuição heterogênea de determinadas substâncias ou organis- mos em um sistema hídrico homogêneo. Isso ocorre quando os ma- teriais não dissolvidos, com densidade diferente da água, tendem a ficar heterogeneamente distribuídos (por exemplo, o óleo tende a flutuar na superfície da água, enquanto os sólidos em suspensão tendem a se depositar) ou quando ocorrem reações químicas ou biológicas na coluna d’água, como o crescimento de algas nas cama- das superiores em função da penetração de luz, com as consequen- tes mudanças no pH e concentração de oxigênio dissolvido. Figura 4. Representação esquemática da mistura de um efluente com o rio: Vista Superior – dispersão lateral do efluente; Corte Lateral – dispersão vertical e lateral do efluente. 44 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras variabilidade da qualidade. Requer-se uma maior frequência de aná- lise dos parâmetros microbiológicos do que dos físico-químicos, isso porque episódios curtos de contaminação microbiológica podem levar facilmente a surtos de doenças gastrointestinais nos consumidores, enquanto episódios de contaminação química, que poderiam constituir um risco agudo à saúde, são raros (WHO, 2011). No Capítulo 7 encontram-se detalhes sobre os procedimentos para o pla- nejamento e execução de amostragem de águas de consumo humano. 2.1.5.3 Sedimento A seleção dos pontos de coleta de sedimento deve considerar, além do objetivo do estudo, os tipos de ambiente, os locais de lançamento da carga de poluentes e os padrões de vazão, velocidade e sentido da corrente. Muitos estudos de sedimento aplicam a abordagem que uti- liza um ponto ou condições de referência dentro de uma determinada região ou bacia hidrográfica. O ponto de referência corresponde a um ambiente livre da ação antrópica ou o menos impactado dentro da área de estudo. É fundamental que as características físicas, geológicas e hidrológicas, entre os pontos a serem comparados sejam compatíveis. Assim, dados como granulometria, teor de matéria orgânica e umida- de do sedimento, tipo e grau de preservação da cobertura vegetal da margem, tipo de hábitat amostrado e ordem do rio devem ser similares entre o ponto de referência e os pontos a serem diagnosticados. São definidas as condições consideradas ideais, estabelecendo-se valor ou faixa de valor, para cada parâmetro, que seria esperado em um ambien- te preservado. Qualquer que seja o tipo de ambiente amostrado (rios, lagos, reserva- tórios, estuários e oceanos), a coleta para avaliação da qualidade de se- dimentos (biológica, física e química) geralmente ocorre nas áreas de deposição de sedimentos finos (argila), já que normalmente são nesses locais que os contaminantes são retidos e a comunidade bentônica é mais desenvolvida. Em lagos, reservatórios e estuários o acúmulo de partículas finas ocorre na região mais profunda; em rios, nas margens deposicionais e nas áreas de remansos. A margem deposicional locali- za-se no lado oposto ao da erosional, apresentando declive mais suave e, muitas vezes, bancos de macrófitas enraizadas. Remansos ocorrem em trechos meândricos e pantanosos. 45planejamento de amostragem Em estudos de sedimentos são considerados essenciais a avaliação dos seguintes parâmetros: pH (potencial hidrogeniônico), Eh (potencial redox), conteúdo orgânico (carbono orgânico total - COT ou resíduos voláteis), sulfetos volatilizáveis em ácido (SVA), granulometria, umidade e teor de matéria orgânica. Em água de fundo, nitrogênio amoniacal e oxigênio dissolvido são parâmetros importantes para acompanhar ensaios ecotoxicológicos e de bentos (ver detalhes no Capítulo 6). A variabilidade do sedimento em um ponto precisa ser considerada na amostragem e decorre da heterogeneidade espacial, tanto vertical quanto horizontal. A heterogeneidade vertical é, principalmente, con- sequência da oscilação histórica da contaminação; a horizontal é for- mada pela dinâmica de deposição das partículas (apresentando-se qui- micamente em mosaicos) e pela distribuição agrupada das populações bentônicas. O ideal é ter conhecimento desta variabilidade por meio da tomada de réplicas. O número de réplicas pode ser definido a partir de dados obtidos em amostragem prévia, utilizando-se fórmulas que se baseiam em valores de variância, desvio ou erro padrão, como exemplificado no item 2.1.3. No entanto, o número resultante de réplicas algumas vezes é inviável e opta-se por um número mínimo, considerando-se a capacidade analíti- ca do laboratório. Em geral faz-se de 3 a 5 réplicas. Se o custo do projeto e a capacidade analítica de um laboratório não permitem a execução de réplicas, opta-se pela obtenção de amostras compostas (desde que a variável em questão permita a sua composi- ção), que teoricamente representam o valor médio dessa composição sendo, portanto, uma opção mais adequada do que a tomada de uma só amostra por ponto (maiores detalhes no Capítulo 6). Em estudos de sedimento há de se considerar também a variabilidade temporal, já que as variações sazonais podem influenciar a disponibi- lidade de contaminantes. Em reservatórios, a dinâmica de circulação/ estratificação altera a relação de oxirredução das camadas profundas de água e, em períodos de seca, a exposição do sedimento marginal. Em rios, ocorre deposição de sedimentos finos no período da seca e lavagem desse material nas chuvas. Para estudos de caracterização e diagnóstico e programas de monitoramento da qualidade de sedimen- tos, uma única coleta anual no período de seca pode ser adequada. 46 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras 2.1.5.4 Efluentes Líquidos e Corpos Hídricos Receptores Para definição dos locais de amostragem de efluentes líquidos (indus- triais e domésticos) e dos corpos hídricos receptores, devem ser con- siderados os objetivos envolvidos na amostragem, tais como: avaliação do desempenho do sistema de tratamento, atendimento aos padrões da legislação, obtenção de informações para elaboração de projeto de sistemas de tratamento de águas residuárias (STAR), implantação de medidas de prevenção à poluição, entre outros. No capítulo 8 encontram-se detalhes sobre os procedimentos para o planejamento e execução deste tipo de amostragem. 2.1.6 Apoio Operacional Os veículos, embarcações, equipamentos, frascaria, material de preservação e acondicionamento de amostras devem estar disponí- veis em quantidade e qualidade adequadas, evitando-se adaptações de última hora. 2.1.7 Capacidade Analítica Laboratorial No planejamento da amostragem deve ser considerada a capacidade analítica do(s) laboratório(s) quanto à quantidade de amostras que po- dem ser processadas e os tipos de parâmetros a serem investigados, limites de detecção, métodos de ensaio, disponibilidade de padrões e cronograma de atendimento. É importante considerar os seguintes conceitos nessa etapa: • Concentração mínima de interesse do analito: é um dado funda- mental para a seleção de métodos analíticos que devem ser empre- gados em um planejamento. Normalmente é definida por legisla- ção ou publicada como padrão internacional, e serve de orientação para a definição das técnicas de coleta e dos limites de quantifica- ção aceitáveis para os métodos analíticos que serão utilizados para a tomada de decisão ambiental. • Limite de detecção do Método (LDM): menor concentração de uma substância que pode ser detectada, mas não necessariamente quantificada, pelo método utilizado. • Limite de quantificação: é a menor concentração de um analito que pode ser determinada com um nível de aceitabilidade que garanta 49organização dos trabalhos de campo 3 ORGANIZAÇÃO DOS TRABALHOS DE CAMPO Estabelecido o planejamento de amostragem, que inclui a definição dos objetivos, dos locais e frequência de amostragem, dos parâmetros selecionados, dos métodos analíticos e de amostragem adequados e o cronograma de atividades, passa-se para as etapas de organização e execução dos trabalhos de campo. A síntese contendo as recomendações e orientações de como realizar o armazenamento e a preservação de amostras, conforme o tipo de ensaio (classe da amostra, tipo de recipiente para armazenamento, volume/quan- tidade necessário de amostra, tipo de preservação e prazo máximo reco- mendado entre coleta e início do ensaio), encontra-se no Anexo 1. 3.1 Planejamento das Atividades O planejamento correto das atividades de campo é de importância fun- damental para o sucesso dos trabalhos e deve envolver os seguintes aspectos: • Seleção de itinerários racionais, observando-se os acessos, o tem- po para coleta e preservação das amostras e o prazo para seu en- vio aos laboratórios, obedecendo-se o prazo de validade para o ensaio de cada parâmetro, a capacidade analítica e o horário de atendimento e funcionamento dos laboratórios envolvidos. Mui- tos programas de amostragem necessitam de vários dias para serem desenvolvidos, o que exige remeter amostras coletadas diariamente aos laboratórios por despachos rodoviários ou aéreos. Nesses casos, devem-se planejar coletas calculando-se a localização e os horários das empresas transportadoras; • Certificação de que a programação de coleta foi enviada aos labo- ratórios envolvidos e de que os mesmos tenham condições de aten- der ao programa; CAPíTuLO 3 50 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras • Verificação da existência de eventuais características locais nos pontos de coleta que exigem equipamentos ou cuidados especiais, o que permitirá a sua adequada seleção e preparo. Isto vale espe- cialmente para o caso de coletas com embarcações, coletas de sedi- mentos, peixes e organismos bentônicos, coletas em locais de difícil acesso, ou com alto risco de acidentes (rios caudalosos, mar, pontes de tráfego intenso, amostragem em indústrias etc.); • Preparação de tabelas contendo os equipamentos e materiais ne- cessários aos trabalhos (fichas de coleta, frascos para as amostras, preservantes químicos, caixas térmicas, equipamentos de coleta e de medição, cordas, embarcações, motores de popa, equipamento de segurança etc.). É conveniente levar frascos reserva para o caso de amostragem adicional, perda ou quebra de frascos; e • Verificação da disponibilidade e funcionamento adequado dos equipamentos utilizados para amostragem e de apoio. Convém assegurar-se de que os técnicos envolvidos nas atividades de coleta estejam devidamente treinados e capacitados para utilizar as técnicas específicas de coleta, preservação de amostras e as medidas de segurança, manusear os equipamentos de campo e de medição, e localizar precisamente os pontos de coleta. É fundamental que obser- vem e anotem quaisquer fatos ou anormalidades que possam interferir nas características das amostras (cor, odor ou aspecto estranho, pre- sença de algas, óleos, corantes, material sobrenadante, peixes ou ou- tros animais aquáticos mortos), nas determinações laboratoriais e na interpretação dos dados. Devem ainda ter condições para estabelecer, se necessário, pontos de amostragem alternativos e outros parâme- tros complementares para uma melhor caracterização do ambiente em estudo. Um técnico bem treinado, consciente e observador é de impor- tância fundamental para a consecução dos objetivos dos programas de avaliação dos ecossistemas aquáticos. É importante destacar que as coletas de amostras biológicas depen- dem de autorização prévia dos órgãos competentes, como o Institu- to Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade (ICMBio). Essa autorização, todavia, não é necessária para fins de monitoramento da qualidade da água. Maiores informações podem ser obtidas no site do Sistema de Autorização e Informação em Biodiversidade (SISBIO) do Ministério do Meio Ambiente (http://www4.icmbio.gov.br/sisbio//) 51organização dos trabalhos de campo 3.2 Coleta e Preservação de Amostras Neste tópico encontram-se orientações quanto à limpeza e ao prepa- ro dos recipientes utilizados para o armazenamento de amostras. In- formações sobre as técnicas de preservação para cada variável, o tipo de recipiente, o volume de amostra necessário, o tipo de preservação recomendada e o prazo para ensaios físico-químicos, microbiológicos, biológicos e toxicológicos encontram-se no Anexo 1. 3.2.1 Coleta e Tipos de Amostras A coleta de amostras é, provavelmente, o passo mais importante para a avaliação da área de estudo; portanto, é essencial que a amostragem seja realizada com precaução e técnica, para evitar todas as fontes pos- síveis de contaminação e perdas e representar o corpo d’água amostra- do e/ou a rede de distribuição de água tratada. Para definir a natureza da amostra coletada, nesse Guia são adota- dos códigos que se referem à classe da amostra: A - Amostras de água tratada; B - Amostras de água bruta; C - Amostras de água residuária; D - Amostras de solo, sedimento, lodo, material sólido de dragagem, resí- duo sólido e semi-sólido em geral; E - Amostras de materiais biológicos. As definições de cada uma delas encontram-se no Glossário (Anexo 2). A técnica a ser adotada para a coleta de amostras depende da matriz a ser amostrada (água superficial, em profundidade, subterrânea, tra- tada, residuária, sedimento, biota aquática, entre outras), do tipo de amostragem (amostra simples, composta ou integrada) e, também, dos ensaios a serem solicitados (ensaios físico-químicos, microbiológicos, biológicos e toxicológicos) e devem ser tomados os seguintes cuidados: • Verificar a limpeza dos frascos e dos demais materiais e equipamentos que serão utilizados para coleta (baldes, garrafas, pipetas etc.); • Empregar somente os frascos e as preservações recomendadas para cada tipo de determinação, verificando se os frascos e reagen- tes para preservação estão adequados e dentro do prazo de valida- de para uso (Anexo 1). Em caso de dúvida, substituí-los; • Certificar-se que a parte interna dos frascos, assim como as tampas e batoques, não sejam tocadas com a mão ou fiquem expostas ao pó, fumaça e outras impurezas (gasolina, óleo e fumaça de exaustão de veículos podem ser grandes fontes de contaminação de amostras). 54 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras próximo possível, de alíquotas que serão reunidas em uma única amostra. Para uma melhor representatividade do local amostrado, pode-se tam- bém realizar a amostragem com réplicas (duplicata ou triplicata), quan- do a amostra é coletada de modo sequencial e independente, em um determinado período de tempo ou espaço. A coleta de água varia também em função da profundidade em que foi realizada, podendo ser superficial ou em diferentes distâncias abaixo da superfície. A coleta de água superficial é a que ocorre entre 0 e 30 centímetros da lâmina d’água, enquanto que a em profundidade ocorre abaixo de 30 centímetros da lâmina d’água e deve ser realizada obri- gatoriamente com o auxílio de equipamento adequado, tomando-se o cuidado de não provocar a suspensão do sedimento próximo ao fundo. Os níveis de profundidade são definidos pelo coordenador técnico no momento da elaboração do projeto, de acordo com o objetivo de cada trabalho. A profundidade total do local de amostragem é verificada em campo, com auxílio de uma corda metrada com um peso extra, tipo poi- ta, ou com ecobatímetro da embarcação. Toda vez que o procedimento de coleta for realizado com apoio de em- barcação, assim que for confirmada sua ancoração no ponto onde será realizada a coleta, a embarcação deve ser mantida na mesma posição, não podendo ser ligada para reposicionamento até o final do procedimento. 3.2.2 Preservação de amostra Independente da natureza da amostra, a estabilidade completa para cada constituinte nunca pode ser obtida. As técnicas de preservação, a seleção adequada dos frascos e a forma de armazenamento, têm por objetivo retardar a ação biológica e a alteração dos compostos quími- cos; reduzir a volatilidade ou precipitação dos constituintes e os efei- tos de adsorção; e/ou preservar organismos, evitando ou minimizando alterações morfológicas, fisiológicas e de densidades populacionais, em todas as etapas da amostragem (coleta, acondicionamento, trans- porte, armazenamento, até o momento do ensaio). As alterações químicas que podem ocorrer na estrutura dos constituin- tes acontecem, principalmente, em função das condições físico-quími- 55organização dos trabalhos de campo cas da amostra. Assim, metais podem precipitar-se como hidróxidos, ou formar complexos com outros constituintes; os cátions e ânions podem mudar o estado de oxidação; íons podem ser adsorvidos na superfície interna do frasco de coleta; e outros constituintes podem dissolver-se ou volatilizar-se com o tempo. As ações biológicas podem conduzir à alteração da valência de elementos ou radicais. Os constituintes solúveis podem ser convertidos em matéria orgânica e, com a ruptura das células, esses constituintes podem ser liberados na solução. Os ciclos biogeoquímicos, como do nitrogênio e do fósforo, são exemplos dessa influência biológica na composição da amostra. As técnicas de preservação de amostras mais empregadas são: adição química, congelamento e refrigeração. Adição química O método de preservação mais conveniente é o químico, através do qual o reagente é adicionado prévia (ensaios microbiológicos) ou ime- diatamente após a tomada da amostra, promovendo a estabilização dos constituintes de interesse por um período maior. Contudo, para cada ensaio existe uma recomendação específica (Anexo 1). Geralmen- te é realizada com o auxílio de um frasco dosador, frasco conta-gota, pipeta, proveta, entre outros. Congelamento É uma técnica aceitável para alguns ensaios e serve para aumentar o intervalo entre a coleta e o ensaio da amostra in natura, sem compro- meter esta última. É inadequada para as amostras cujas frações sólidas (filtráveis e não filtráveis) alteram-se com o congelamento e posterior retorno à temperatura ambiente, e para a maioria das determinações biológicas e microbiológicas. Os ensaios que permitem esta técnica de preservação constam no Anexo 1. Refrigeração Constitui uma técnica comum em trabalhos de campo e pode ser uti- lizada para preservação de amostras mesmo após a adição química, sendo empregada frequentemente na preservação de amostras para 56 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras ensaios microbiológicos, físico-químicos orgânicos e inorgânicos, bio- lógicos e toxicológicos. Os ensaios que permitem esta técnica de pre- servação constam no Anexo 1. 3.3 Acondicionamento, Transporte e Armazenamento de Amostras 3.3.1 Acondicionamento Neste item encontram-se orientações para o acondicionamento de amostras, quanto ao tipo, limpeza e preparo dos recipientes utilizados. 3.3.1.1 Tipos de Recipientes Os tipos de recipientes mais utilizados para coleta e preservação de amostras são os de plástico autoclavável de alta densidade (polietileno, polipropileno, policarbonato ou outro polímero inerte) e os de vidro, com boca larga (mais ou menos 4 cm de diâmetro) para facilitar a coleta da amostra e a limpeza. Estes dois tipos de materiais apresentam van- tagens e desvantagens (Tabela 1). Tabela 1. Comparação entre recipientes de vidro (borossilicato) e polietileno, polipropileno ou outro polímero inerte. Condições Operacionais Material Vidro (Borossilicato) Plástico (polímero inerte) Interferência com a amostra Indicado para todas as análises de compostos orgânicos. Inerte a maioria dos constituintes, exceto a forte alcalinidade. Adsorve metais em suas paredes. Indicado para a maioria dos compostos inorgânicos, biológicos e microbiológicos. Pode contaminar amostras com ftalatos. Peso Pesado Leve Resistência à quebra Muito Frágil Durável Limpeza Fácil Alguma dificuldade na remoção de componentes adsorvíveis Esterilizável Sim Apenas por técnicas de uso pouco comum no Brasil, como óxido de etileno e radiação gama. Alguns tipos são autoclaváveis. 59organização dos trabalhos de campo v. Realizar enxague final com agua destilada ou deionizada; vi. Colocar em estufa entre 70ºC e 100ºC, durante duas horas, para secagem ou deixá-los secar com a boca para baixo sobre papel filtro absorvente; vii. Tampar e armazenar em local apropriado (livre de poeira). No caso de recipientes novos descartáveis ou de vidro, enxaguar cada frasco, tampa e batoque com água destilada ou deionizada. Normalmente este procedimento é suficiente para garantir a limpeza dos frascos. Entretanto é necessário realizar teste de branco de frascaria para atestar a limpeza dos frascos. b) Limpeza especial Os procedimentos especiais de lavagem são adotados para a limpeza dos recipientes para os ensaios de metais, fosfatos e fósforo total, com- postos orgânicos (semivoláteis e voláteis), microbiológicos e mutageni- cidade. Ensaios de Metais 1. Imergir os frascos e suas tampas em solução de ácido nítrico 10%, mantendo-os assim por no mínimo 48 horas; 2. Retirá-los da solução, escoando-os bem; 3. Enxaguá-los com água destilada ou deionizada; 4. Deixá-los secar com a boca para baixo sobre papel filtro absorvente; 5. Tampar e identificar o lote, que ficará aguardando o resultado do ensaio do branco de lavagem (item 4.1.3. Branco de Frascaria); 6. Armazenar em local específico apropriado (livre de poeira); 7. Após o resultado satisfatório do ensaio de branco de frascaria, identificar cada frasco com o número de lote. Recomenda-se, para cada lote, a realização do ensaio de branco de la- vagem para todos os metais de interesse, utilizando-se a mesma técni- ca que será empregada na determinação. Esta lavagem é empregada nos recipientes para os ensaios de cromo hexavalente, metais, semimetais e metais dissolvidos (Anexo 1). 60 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras Ensaios de fosfatos e fósforo total 1. Imergir os frascos e suas tampas em solução de ácido clorídrico 10%, mantendo-os assim por no mínimo 48 horas; 2. Retirá-los da solução, escoando-os bem; 3. Enxaguá-los com água desmineralizada. 4. Deixá-los secar com a boca para baixo sobre papel filtro absorvente; 5. Tampar e identificar o lote, que ficará aguardando o resultado do ensaio do branco de lavagem (item 4.1.3. Branco de Frascaria); 6. Armazenar em local específico apropriado (livre de poeira); 7. Após o resultado satisfatório do ensaio de branco de frascaria, identificar cada frasco com o número de lote. Ensaios de Compostos Orgânicos Semivoláteis 1. Remover os resíduos dos frascos, com água corrente quente para retirar a sujeira grosseira; 2. Lavar com detergente enzimático 0,5%, ou similar, com auxílio de gaspilhão e esponja de limpeza; 3. Enxaguar abundantemente com água corrente quente (no mínimo 5 vezes) ou na máquina de lavar com água quente (no mínimo 2 vezes); 4. Enxaguar com água destilada; 5. Colocar os frascos em forno mufla (270ºC - 300ºC) por no mínimo 8 horas, para remover completamente qualquer composto orgâni- co. Uma alternativa para a remoção desses compostos é a rinsagem dos frascos com metanol ou isopropanol; 6. As tampas e os septos devem ser lavados pelo mesmo procedimen- to, entretanto o processo de secagem deve ser realizado em estufa em temperatura inferior 100oC. 7. Tampar e identificar o lote que ficará aguardando o resultado do ensaio do branco de lavagem (item 4.1.3 Branco de Frascaria); 8. Armazenar em local protegido (livre de poeira); 9 Após o resultado satisfatório do ensaio do branco de frascaria, identificar cada frasco com o número do lote. Esta lavagem é empregada nos recipientes para os ensaios de fenóis por cromatografia, herbicidas fenoxiácidos, PAH (Hidro- carbonetos Policíclicos Aromáticos)/Benzo(a)Pireno, Pesticidas organoclorados/PCB (Bifenilas policloradas) e Pesticidas organo- fosforados (Anexo 1). 61organização dos trabalhos de campo Ensaio de Compostos Orgânicos Voláteis 1. Remover os resíduos dos frascos, com água corrente quente para retirar a sujeira grosseira; 2. Lavar com detergente enzimático a 0,5% ou similar, com auxílio de gaspilhão e esponja de limpeza; 3. Enxaguar com água corrente quente (no mínimo 5 vezes), ou enxa- guar na máquina de lavar com água quente (no mínimo 2 vezes); 4. Enxaguar com água destilada e secar em estufa em temperatura entre 100oC - 150ºC por no mínimo1 hora. 5. O mesmo procedimento deve ser aplicado ao septo de teflon (se reutilizado) e a tampa, entretanto o processo de secagem deve ser realizado em estufa em temperatura inferior 105oC. 6. Armazenar em local protegido (livre de poeira) Esta lavagem é empregada nos recipientes do tipo V “Vial” (COV e THM) (Anexo 1). Ensaios Microbiológicos • Limpeza dos recipientes 1. Lavar os frascos e tampas, interna e externamente, com uma solu- ção de detergente alcalino 0,1% ou equivalente, com o auxílio de um gaspilhão; 2. Enxaguar os frascos cerca de dez vezes em água corrente e uma vez final com água destilada ou deionizada, enchendo e esvaziando totalmente os frascos; 3. Acondicionar as tampas e os frascos em posição vertical e com o bocal voltado para baixo para retirar o excesso de água. Após a lavagem é necessária a adição de preservantes e a esterilização dos frascos para garantir que estejam livres de contaminação micro- biológica. Deve ser testada a eficiência do processo de autoclavação com bioindicadores. • Adição de Preservantes Os frascos para a coleta de amostras destinadas a análises microbiológicas de águas e efluentes clorados devem conter um 64 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras Ensaios de mutagenicidade (Teste Ames) • Limpeza dos recipientes 1. Lavar os frascos e tampas de borossilicato, interna e externamente, com uma solução de detergente tipo Extran alcalino 0,1%, com au- xílio de um gaspilhão; 2. Enxaguar de oito a dez vezes com água corrente, até que visual- mente não se perceba o resíduo do detergente; 3. Lavar com uma solução de ácido sulfúrico/ácido nítrico 10% (6+1); 4. Enxaguar de oito a dez vezes em água corrente e 1 vez em água destilada ou deionizada; Figura 6. Dimensões do tecido de gaze para a confecção da mecha para coleta de amostras para análise de patógenos. Figura 7. Mecha empregada na técnica de Moore: (a) Esquema; (b) foto da mecha de gase com meio de transporte (Carry blair) (Foto: Carlos Jesus brandão/CETESb). (A) (B) 65organização dos trabalhos de campo 5. Acondicionar as tampas e os frascos com a boca voltada para baixo, para retirar o excesso de água; 6. Secar em estufa à temperatura acima de 50ºC; 7. Não é necessária a posterior esterilização dos recipientes. • Fibras de “Blue Rayon” 1. Lavar as fibras de “Blue Rayon” (fibras de rayon ligadas covalente- mente ao tiosulfato de cobre ftalocianina) em béquer com água deio- nizada usando bastão de vidro por 5 minutos, por quatro vezes; 2. Remover o excesso de água com auxílio de papel filtro; 3. Imergir as fibras em solução metanol/amônio (50+1 v/v) e deixar em agitador mecânico por 1 hora; 4. Após esse período, descartar a solução de solventes. Repetir essa etapa por duas vezes; 5. Imergir o “Blue Rayon” em solução metanol/amônio (50+1 v/v) por uma noite; 6. Lavar o “Blue Rayon” por imersão com metanol por 1 hora, agitando ocasionalmente; 7. Retirar o “Blue Rayon” e secar em capela todo o solvente residual. A solução de metanol deve ser concentrada em evaporador rota- tório para posterior verificação da presença de possíveis resíduos que possam interferir na análise (branco); 8. Armazenar o “Blue Rayon” em um béquer protegido da luz. 3.3.2 Transporte e Armazenamento O transporte das amostras coletadas deve ser realizado sob refrigera- ção, assim como a etapa de armazenamento até o momento de ensaio, observando as exceções especificadas no Anexo 1. 3.4 Segurança nos Trabalhos de Campo Os trabalhos de campo são realizados em condições e locais muito variados, podendo resultar em acidentes. Para que os riscos de acidentes possam ser reduzidos, deve-se alertar e treinar os técnicos envolvidos, providenciando os equipamentos de proteção individuais (aventais, botas, luvas, óculos de segurança, capa de chuva, protetor solar) e coletivos adequados ao trabalho a ser realizado, bem como ter disponível uma caixa de primeiros socorros. 66 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras A seguir, são feitas considerações e recomendações para algumas das atividades que oferecem maiores riscos de acidentes para os trabalhos em campo. 3.4.1 Transporte Rodoviário O próprio deslocamento do técnico e dos equipamentos ao local de amostragem oferece grandes riscos. Não só os inerentes ao desloca- mento, como os decorrentes do transporte concomitante do material de coleta, principalmente quando houver embarcação, equipamentos especiais, frascos de vidro e reagentes para a preservação de amostras. Esses materiais não devem ser transportados junto aos passageiros. Recomenda-se armazenar adequadamente os materiais, de preferên- cia, no porta-malas ou na caçamba do veículo. A capacidade máxima de peso e volume do veículo deve ser observada. É obrigatória a utilização de cinto de segurança, mesmo em pequenos trajetos, conforme exige a legislação vigente. Os frascos que acondicionam os reagentes utilizados na preservação de amostras devem ser preferencialmente de plástico e com batoques de vedação para impedir vazamentos. No caso de serem de vidro, os frascos devem ser calçados e protegidos adequadamente para não se quebrarem durante o transporte. 3.4.2 Acesso aos Pontos de Amostragem Locais de difícil acesso e próximos a pontes, estradas movimentadas e locais de tráfego intenso de máquinas etc., podem aumentar a proba- bilidade de acidentes, muitas vezes evitáveis. Uma ponte, por exemplo, pode constituir-se em caminho mais fácil para se atingir o meio de um rio e retirar a amostra. Na sua maioria, porém, esses locais são muito movimentados, há estreitamento de pista e pequena faixa de seguran- ça para pedestres, o que dificulta a parada do veículo e oferece riscos aos técnicos que executam os trabalhos. Por isso, a coleta em pontes deve ser precedida da colocação de dispositivo de sinalização adequa- do, que proporcione proteção contra veículos em trânsito. Regiões com muita vegetação, nas quais o acesso aos pontos de coleta é realizado por meio de trilhas, oferecem maior risco de picadas de insetos e mordeduras de cobras ou outros animais. Portanto, nesses 69organização dos trabalhos de campo 3.5 Preparo de Soluções e Reagentes 3.5.1 Formol Neutralizado É importante destacar que existem diferenças entre as soluções de formol (formalina) e de formaldeído. O formol contém em sua composição em média 40% de formaldeído. Por esse motivo uma solução de formol 10% (formalina 10%) equivale a uma solução de formaldeído a 4%. Portanto, para fins de padronização no texto deste Guia todas essas soluções foram expressas com base em formol. a) Procedimento para o emprego em amostras de plâncton (fitoplânc- ton e zooplâncton): – Adicionar 5g de bicarbonato de sódio (ou 20g de tetraborato de sódio) em 1L de formol P.A. b) Procedimento para o emprego em amostras de bentos: – Medir o pH do formol com fita indicadora de pH ou pHmetro; – Acrescentar, aos poucos, quantidade suficiente de bicarbonato de sódio (ou tetraborato de sódio) para que o pH torne-se 7. 3.5.2 Formol Neutralizado, com Sacarose Diluir 40g de sacarose (açúcar) em 1L de formol P.A. previamente neu- tralizado com bicarbonato de sódio ou tetraborato de sódio. 3.5.3 Meio de Transporte Cary e Blair (Técnica de Moore) Fórmula: 1,5g de tioglicolato de sódio (C 2 H 3 NaO 2 S),1,1g de fosfato de sódio dibásico anidro (Na 2 HPO 4 ), 5g de cloreto de sódio (NaCl) e 5g de agar. • Pesar os ingredientes acima ou pesar meio desidratado (“Cary and Blair Transport Medium”) na quantidade especificada pelo fabri- cante e acrescentar 991mL de água destilada; • Aquecer em banho-maria fervente, com agitação constante até completa dissolução, mantendo o meio por mais 15 minutos, para esterilizá-lo; • Estabilizar o meio de cultura a uma temperatura de 50oC a 55ºC, em banho-maria; • Adicionar, assepticamente, 9mL de cloreto de cálcio (CaCl 2 )1%; • Ajustar o pH final 8,4 ± 0,2; 70 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras • Distribuir volumes de 300mL em sacos plásticos estéreis de 20L; • Fechar os sacos e etiquetar com o nome do meio de cultura, nome do responsável pelo preparo, datas de preparo e validade e o nú- mero do lote; • Armazenar em refrigerador de 2oC a 8ºC; • Válido por 15 dias. 3.5.4 Solução de Acetato de Zinco (Zn (C 2 H 3 O 2 ) 2 ) 2M • Pesar 220g de acetato de zinco em béquer de 1L; • Adicionar cerca de 500mL de água destilada; • Agitar até dissolução; • Transferir para balão volumétrico de 1L; • Completar o volume com água destilada. 3.5.5 Solução de Ácido Clorídrico (HCl) 1+9 (10%) • Em balão volumétrico de 1L, adicionar aproximadamente 600mL de água destilada; • Acrescentar, vagarosamente, 100mL do ácido concentrado; • Completar o volume para 1L com água destilada. 3.5.6 Solução de Ácido Clorídrico (HCl) 1+1 (50%) • Em balão volumétrico de 1L, adicionar aproximadamente 400mL de água destilada; • Acrescentar, vagarosamente, 500mL do ácido concentrado; • Completar o volume para 1L com água destilada. 3.5.7 Solução de Ácido Nítrico (HNO 3 ) 1+9 (10%) • Em balão volumétrico de 1L, adicionar aproximadamente 600mL de água destilada; • Acrescentar, vagarosamente, 100mL do ácido nítrico concentrado; • Completar o volume para 1L com água destilada. 3.5.8 Solução de Ácido Nítrico (HNO 3 ) 1+1 (50%) • Em balão volumétrico de 1L, adicionar aproximadamente 400mL de água destilada; • Acrescentar, vagarosamente, 500mL do ácido nítrico concentrado; • Completar o volume para 1L com água destilada. 71organização dos trabalhos de campo 3.5.9 Solução de Ácido Sulfúrico (H 2 SO 4 ) 1+1 (50%) • Em balão volumétrico de 1L, adicionar aproximadamente 400mL de água destilada; • Acrescentar, vagarosamente, 500mL do ácido sufúrico concentrado; • Completar o volume para 1L com água destilada. 3.5.10 Solução de Ácido Sulfúrico (H 2 SO 4 ) 1+9 (10%) • Em balão volumétrico de 1L, adicionar aproximadamente 600 mL de água destilada; • Acrescentar, vagarosamente, 100mL de ácido sulfúrico; • Completar o volume de água destilada para 1L. 3.5.11 Solução de Ácido Sulfúrico (H 2 SO 4 ) / Ácido Nítrico (HNO 3 ) 10% (6+1) • Misturar 6 partes da solução de ácido sulfúrico 10% e 1 parte da solução de ácido nítrico 10%. 3.5.12 Solução Alcali-Iodeto-Azida • Em balão volumétrico de 1L, dissolver 500g de hidróxido de sódio (NaOH) P.A. e 150g de iodeto de potássio (KI) P.A. em água destila- da (em banho de água fria ou gelo); • Acrescentar 10g de azida sódica (NaN 3 ), dissolvidos em 40mL de água destilada; • Completar o volume para 1L com água destilada. NOTA: No caso de amostras de água do mar, não é necessária a adição de azida sódica. 3.5.13 Solução de Álcool 70º GL • Diluir o álcool comercial 96º GL em água destilada; • Medir seu grau continuamente com um alcoômetro (segundo Gay- Lussac), até que se atinja 70ºGL. 3.5.14 Solução de Carbonato de Magnésio (MgCO 3 ) 1% • Dissolver 1g de carbonato de magnésio finamente pulverizado em 100mL de água destilada. 74 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras 3.5.30 Solução de Tiossulfato de Sódio (Na 2 S 2 O 3 ) 0,0125 N padronizada • Pesar 3,1025g de tiossulfato de sódio P.A. em béquer de 500mL; • Adicionar cerca de 400mL de água deionizada e agitar até dissolução; • Transferir para balão de 1000mL; • Adicionar 1 g de Hidróxido de Sódio P.A. e agitar até dissolução; • Completar o volume para 1L com água deionizada, homogeneizar e guardar em frasco escuro. 3.5.31 Solução de Tiossulfato de Sódio (Na 2 S 2 O 3 ) 3% • Em balão volumétrico de 1L dissolver 30 g de tiossulfato de sódio (Na 2 S 2 O 3 ) em 100mL de água destilada; • Completar o volume para 1L com água destilada. 3.5.32 Solução de Tiossulfato de Sódio (Na 2 S 2 O 3 ) 10% • Em balão volumétrico de 1L dissolver 100g de tiossulfato de sódio (Na 2 S 2 O 3 ) em 100mL de água destilada; • Completar o volume para 1L com água destilada. 3.5.33 Solução Transeau Acrescentar seis partes de água destilada, três partes de álcool etílico 95o GL e uma parte de formol P.A.. 75controle de qualidade na amostragem 4 CONTROLE DE QUALIDADE NA AMOSTRAGEM A amostragem é considerada como um fator crítico em todo o processo analítico; na verdade é frequentemente o ponto mais frágil do proces- so e necessita de cuidado especial. A preocupação com a real influência da coleta nos resultados tem sido cada vez maior, dentre outros mo- tivos, em consequência dos processos de acreditação dos ensaios na NBR ISO/IEC 17.025. Vários órgãos internacionais têm proposto formas de garantir a quali- dade dos procedimentos de coleta, como por exemplo, o EURACHEM que, em 2007, publicou o documento “Medidas de incerteza de amostra- gem – um guia de métodos e estratégias” (RAMSEY & ELLISON, 2007), propondo uma metodologia para a estimativa da incerteza associada aos procedimentos de coleta. Seguindo essa tendência o INMETRO publicou, no final de 2009, os critérios para acreditação da amostra- gem de águas e matrizes ambientais com o intuito de orientar os la- boratórios que estão requerendo acreditação nessa área (INMETRO – NIT-DICLA-057, 2009). Os controles de qualidade do processo de amostragem devem ser estabelecidos antecipadamente à atividade de coleta e ter seus critérios de aceitação e de tomada de decisão definidos. A utilização destes controles deve ser planejada considerando os analitos de interesse, as características da amostragem e os custos envolvidos. Esse planejamento é fundamental para garantia da integridade e representatividade da amostra que é trazida ao laboratório para análise. Para se estabelecer um sistema de qualidade da amostragem consistente, vários aspectos devem ser considerados, uma vez que influenciam direta e indiretamente na representatividade da amostra. Esses aspectos dizem respeito à adoção de procedimentos que CApíTULO 4 76 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras consigam detectar interferências que possam ocorrer no processo de amostragem. Os principais controles de qualidade adotados durante a amostragem são descritos a seguir. 4.1 Brancos São controles realizados para avaliar a presença de contaminação em partes específicas dos procedimentos de coleta. Normalmente é usada água deionizada, com comprovada isenção dos compostos que serão avaliados. Nesse tipo de controle, a presença de resultados positivos para um analito específico pode indicar que ocorreu contaminação si- milar nas demais amostras. 4.1.1 Branco de Campo e de Viagem O branco de campo é usado para a verificação de contaminações am- bientais que podem ser adicionadas às amostras durante os procedi- mentos de coleta. O branco de viagem verifica a ocorrência de conta- minação durante o transporte (laboratório – campo – laboratório). São preparados no laboratório três frascos de branco (A, B, e C) com água deionizada. O frasco A é encaminhado imediatamente para aná- lise e os demais vão a campo. No ponto de coleta, o frasco B perma- nece na caixa de transporte, enquanto o frasco C é retirado, aberto e exposto ao ambiente durante todo o procedimento de coleta. Ao final, o frasco C é fechado, armazenado na caixa de transporte juntamente com as demais amostras coletadas e o frasco B, sendo todos subme- tidos ao processo analítico requerido. Recomenda-se a realização de pelo menos um controle (três frascos) para cada viagem realizada. Os resultados de cada controle são obtidos conforme descrito a seguir: (B – A) = Branco de viagem (C – B – A) = Branco de Campo 4.1.2 Branco de Equipamentos Os procedimentos de branco de equipamento podem ser usados tan- to para avaliar a eficiência da lavagem dos equipamentos de coleta em laboratório como em campo (“rinsagem”). No caso da realização em campo, serve para verificar a eficiência da lavagem realizada nos equi- 79controle de qualidade na amostragem 4.4 Incerteza da Amostragem O termo “incerteza da amostragem” é usado para expressar as variabi- lidades temporal, espacial e inerente da amostra coletada. Para o cálcu- lo de incerteza de amostragem, uma das metodologias aplicadas é a pu- blicada pelo EURACHEM em 2007, a qual é baseada na replicação dos procedimentos de amostragem ou partes deles (réplica de amostras), conforme mostra a Figura 8. Esse método é o mais adequado para fins ambientais, pois considera que os analitos investigados podem variar em função do tempo e do espaço. ponto de coleta análise 1 amostra 1 amostra 2 análise 2 análise 3 análise 4 • Cálculo da incerteza A incerteza é obtida por meio do desvio padrão relativo (RSD), que é calculado pela diferença relativa entre as duplicatas de cada etapa do esquema proposto na Figura 8 (NORWAY, 2007, p. 18-19). Cada duplicata produz os resultados xi1 e xi2. O valor absoluto Di (da diferença entre cada duplicata é calculado para cada etapa: Di = | xi1 – xi2 | Equação 1 Figura 8. esquema de replicata para cálculo de incerteza da amostragem. 80 Guia NacioNal De coleta e Preservação De amostras A seguir calcula-se a média de cada duplicata: Equação 2 A partir das equações 1 e 2, calcular a diferença relativa, di , através da equação: A seguir, calcular a média da diferença relativa, d, das n duplicatas rea- lizadas O desvio padrão relativo, RSD, é calculado usando a constante estatís- tica de 1,128 (quando se analisa duplicatas): A Tabela 2 resume os controles de qualidade requeridos no processo de amostragem. 81controle de qualidade na amostragem Ta b el a 2 . R es u m o d o s co n tr o le s d e q u al id ad e re q u er id o s p ar a am o st ra ge m T ip o d e C o n tr o le C o n ta m in aç ão in ve st ig ad a A çã o n o la b o ra tó ri o A çã o e m c am p o R ec o m en d aç ão m ín im a B ra n co d e ca m po e d e vi ag em C o n ta m in aç ão am b ie n ta l P re pa ro d e 3 fr as co s A , B e C (i te m 4 .1 .1 ) B ra nc o de C am po : a b ri r o fr as co d e co le ta e ex pô -l o a o a m b ie n te p el o m es m o pe rí o d o q u e a am o st ra . F ec h ar o fr as co e tr an sp o rt á- lo a o la b o ra tó ri o p ar a an ál is e. 1 jo go (3 fr as co s) p o r at iv id ad e o u a c ad a 1 0 am o st ra s C o n ta m in aç ão d u ra n te o t ra n sp o rt e B ra nc o de V ia ge m : l ev ar fe ch ad o a c am po , em c ai xa t ér m ic a, ju n ta m en te c o m as d em ai s am o st ra s. N ão r et ir ar n em m an u se ar e m c am po . T ra n sp o rt ar a o la b o ra tó ri o p ar a an ál is e. B ra n co d e eq u ip am en to s R es íd u o s ap ó s la va ge m d o s eq u ip am en to s d e co le ta Va lid aç ão d a la va ge m – it em 4 .1 .2 N ão A pl ic áv el 1 v ez p o r an o (q u an d o u ti liz ad o 1 e q u ip am en to po r po n to d e co le ta ) C on ta m in aç ão c ru za da N ão A pl ic áv el La va ge m e nt re p on to s de c ol et a – it em 4 .1 .2 to d a ve z q u e o eq u ip am en to fo r u sa d o B ra n co d e fr as ca ri a C o n ta m in aç ão n o s fr as co s e av al ia çã o d o s pr o ce d im en to s d e la va ge m It em 4 .1 .3 N ão A pl ic áv el 1 % a 4 % d o lo te a va lia d o B ra n co d o si st em a d e fil tr aç ão C o n ta m in aç ão d u ra n te o p ro ce d im en to d e fil tr aç ão It em 4 .1 .4 N ão A pl ic áv el 1 % a 4 % d o lo te a va lia d o D u pl ic at a d e C am po P re ci sã o e re pe ti ti vi d ad e d o s pr o ce d im en to s d e co le ta N ão A pl ic áv el It em 4 .2 1 p ar a ca d a 2 0 a m o st ra s (5 % d o t o ta l) (F o n te : E PA - A u st rá lia , 2 0 0 7 – a d ap ta d o) 84 guia naCional de Coleta e preservação de amostras 5.1.2 coletor com Braço Retrátil É utilizado em amostragem de águas superficiais, como em saídas de efluentes, em locais de coleta de difícil acesso por meio de outros equipamentos (Fig. 10). O braço retrátil permite que se alcance o local desejado para coleta, mesmo permanecendo na margem. Dependen- do dos ensaios a serem realizados, o copo coletor pode ser de plástico (plástico inerte), acrílico ou aço inox AISI 316L, e deve ser liso ou polido para evitar incrustrações. Figura 9. Balde de aço inox (Foto: Carlos Jesus Brandão/CetesB). Figura 10. Coletor com braço retrátil: (a) vista lateral do equipamento montado; (B) vista do balde e do braço retrátil desmontado; (C) vista superior do balde coletor (Fotos: Carlos Jesus Brandão/CetesB). (A) (B) (c) 85equipamentos de amostragem 5.1.3 Batiscafo Esse equipamento é empregado para coletar amostras que não podem sofrer aeração, como aquelas destinadas aos ensaios de oxigênio dissolvido e sulfetos, e permite coletar amostras superficiais ou subsuperficiais até 30 cm da lâmina d’água. Coletas abaixo desta profundidade devem ser realizadas com amostradores de profundidade. Consiste de um tubo cilíndrico, confeccionado em aço inox AISI 316L polido (Fig. 11), em cujo interior coloca-se um frasco de vidro de boca estreita e tampa esmerilhada de 300mL (frasco de DBO). A água a ser amostrada entra por um tubo localizado na parte superior central da tampa e atinge o interior do frasco, permitindo que o ar contido seja expulso por um orifício lateral à medida que ele vai sendo preenchido com água. O volume do batiscafo permite uma renovação da água den- tro do frasco de DBO, removendo assim todo o ar que poderia alterar os resultados. (A) (B) (c) 5.2 Amostradores de Profundidade (coluna d’água) 5.2.1 Garrafas de van Dorn e de Niskin Esses equipamentos permitem a coleta de amostras na superfície e em diferentes profundidades. Os tipos mais empregados são van Dorn e Niskin. Não são indicados para ensaios que requerem grandes volumes de amostra e para coleta de organismos de maior mobilidade. Figura 11. Batiscafo: (a) Batiscafo fechado; (B) esquema ilustrativo em corte do equipamento; (C) Batiscafo aberto (Fotos: Carlos Jesus Brandão/CetesB). 86 guia naCional de Coleta e preservação de amostras As garrafas podem ser confeccionadas com tubo cilíndrico de PVC rígido, acrílico ou de aço inox AISI 316L polido com capacidade variadas, por exemplo de 2L, 6L e 10L (Fig. 12 e Fig. 13). Figura 12. esquema de uma garrafa de van dorn (Fonte: CetesB, 1988). Figura 13. garrafa de niskin (Foto: Carlos J. Brandão /CetesB). Mergulha-se a garrafa aberta em ambas as extremidades e, após atin- gir a profundidade desejada, solta-se o mensageiro (Fig.14), que fecha hermeticamente o amostrador. Essas garrafas podem ser utilizadas para coleta tanto de fluxo vertical como horizontal, dependendo do sis- tema de desarme (Fig.15 e Fig.16). Para estudos de microdistribuição, devem ser empregadas as garrafas de fluxo horizontal, que podem ser arranjadas em série. Figura 14. mensageiro: (a) equipamento industrializado; (B) mensageiro manufaturado (Fotos:Carlos Jesus Brandão/CetesB). (A) (B) 89equipamentos de amostragem As redes mais indicadas são aquelas confeccionadas com malha de náilon monofilamento, que não são facilmente suscetíveis às alterações e deformidades. Três cordéis são amarrados equidistantemente na extremidade superior da rede (aro da boca de rede), aos quais se prende uma corda, que deve ser graduada quando se quer conhecer Figura 18. rede de plâncton: (a) vista frontal da rede e copo coletor; (B) vista lateral da rede e copo coletor (Fotos: Carlos Jesus Brandão /CetesB). Figura 19. Copo coletor de rede de plâncton: (a) inox; (B) pvC (Foto: Carlos Jesus Brandão / CetesB). (A) (A) (B) (B) 90 guia naCional de Coleta e preservação de amostras a profundidade do arrasto. Redes pequenas podem apresentar uma haste lateral de tamanho fixo, ou um braço retrátil, para estudos qualitativos de organismos que vivem próximos às margens ou em vegetação. As características da rede (comprimento, largura, diâmetro da boca, modelo, diâmetro do poro da malha etc.) e o tipo de arrasto (horizontal, vertical, oblíquo ou estratificado) devem ser definidos de acordo com o objetivo do estudo e com as características do local, especialmente o tamanho da abertura da malha, que vai variar em função da classe de organismos que se deseja avaliar. Deve-se lembrar que, por mais finas que sejam as malhas, a capacidade da rede em reter os organismos está limitada a uma fração do plâncton total, e não coleta toda a variedade de organismos existentes na massa d’água. Para estudos qualitativos, uma forma simples de coletar o plâncton é mergulhar a rede na água, retirando-a e deixando escorrer a água retida através da malha. Para medida quantitativa do plâncton, é necessário medir a quantidade de amostra a ser filtrada, o que pode ser feito por meio de uma proveta, balde de inox AISI 316L polido ou de um recipiente qualquer de volu- me aferido. O ideal é acoplar um fluxômetro calibrado (Fig. 20) entre o centro e o aro da boca da rede, que medirá com maior precisão o volu- me de água que passa pela rede. A rede é amplamente empregada para estudos qualitativos do fito- plâncton e quali-quantitativos do zooplâncton; informações quantitati- vas do fitoplâncton geralmente são obtidas com amostras coletadas com garrafas. Detalhes sobre a coleta com redes de plâncton encontram-se no Capítulo 6 - Comunidades Fitoplanctônica e Zooplanctônica. 91equipamentos de amostragem 5.3 Amostradores de Fundo Um bom amostrador de fundo (sedimentos) deve obter amostras representativas do sedimento, sendo que a escolha do equipamento mais apropriado depende das características do sedimento, volume e eficiência necessários, e objetivos do estudo. Adequações no desenho do equipamento, controle na velocidade de descida e conhecimento prévio do local são procedimentos que podem auxiliar para um bom trabalho de amostragem. A amostragem de sedimentos pode ser realizada utilizando-se pegadores ou testemunhadores (“core sampler” ou “corer”), que devem ser preferencialmente usados sobre uma superfície de apoio (ex.: barco ou plataforma). Em geral, pegadores são utilizados em estudos da distribuição horizontal de variáveis físicas, químicas e biológicas dos sedimentos, enquanto que os testemunhadores adequam-se a estudos da distribuição vertical (em perfil) dessas mesmas variáveis. Redes, delimitadores e substratos artificiais são amostradores exclusivos da biota aquática associada aos substratos (bentos). 5.3.1 Pegador de Ekman-Birge Este tipo de amostrador é um dos mais utilizados em reservatórios, tanto pela facilidade de operação do equipamento, quanto por sua efi- ciência, e é adequado para avaliação da contaminação de sedimentos finos de ecossistemas aquáticos. Como se trata de um equipamento muito leve, não é indicado para locais com correnteza moderada ou forte e em substrato duro. Figura 20. Fluxômetro (Foto: César augusto m. roda/CetesB). 94 guia naCional de Coleta e preservação de amostras 5.3.2 Pegador Petersen e van Veen Muito utilizados para amostragem de fundos de areia, cascalho e argila, são capazes de escavar (“morder”) substratos grossos devido ao seu peso elevado e sistema de alavanca. De acordo com a necessidade, como a existência de uma forte correnteza no local, o peso do equipamento pode ser aumentado pela adição de peças metálicas. São construídos preferencialmente em aço inoxidável AISI 316L polido e podem ser confeccionados em vários tamanhos. Geralmente são manejados com o auxílio de um guincho fixo na borda da embarcação ou outro ponto de apoio. Por não possuirem travas de segurança, requerem cuidado no manuseio. O pegador Petersen possui um sistema de braços armados em pantógrafo que, quando tensionados, mantêm aberta a caçamba Figura 22. Pegador Ekman-Birge, modificado por Lenz: (A) Vista lateral do equipamento montado; (B) vista frontal do equipamento fechado com fracionador de sedimento inserido (Fotos: César augusto m. roda/CetesB). (A) (B) 95equipamentos de amostragem por meio de uma trava. Quando o pegador chega ao fundo, a tensão desaparece e libera a trava. O fechamento do pegador somente ocorre quando o cabo é novamente tracionado para a retirada do pegador da água, permitindo a coleta do sedimento. A versão modificada (Fig. 23) alterou o formato da secção transversal da caçamba, de circular (formato original) para semicircular, e a posição dos braços. O pegador van Veen difere do Petersen original por possuir um siste- ma de fechamento formado por corda ou corrente, e caçamba em se- micírculo (Fig. 24). A fixação dos braços na borda das garras fornece maior estabilidade na descida e no fechamento deste pegador, com relação ao pegador Petersen original. A presença de orifícios no topo da caçamba minimiza a formação de ondas de choque na descida, evi- tando a lavagem da camada superficial do sedimento e o afastamento da epifauna, e permitindo maior velocidade de operação. Figura 23. Pegador Petersen modificado (Foto: César Augusto M. Roda). 96 guia naCional de Coleta e preservação de amostras 5.3.3 Pegador Ponar O pegador Ponar é considerado o melhor equipamento para a co- leta qualitativa e quantitativa do bentos em substrato grosso (Bur- ton,1992), e é o mais frequentemente usado, devido à redução na for- mação de ondas de choque. Pode ser encontrado em dois tamanhos: padrão (área de captura aproximada: 0,052m2) e pequeno (0,023m2) (“petite Ponar”). O pri- meiro requer guincho na operação e é aconselhado para ambientes pristinos (maior diversidade biólogica), e o segundo é indicado para ambientes poluídos. Esse amostrador apresenta pino de segurança para manuseio e trans- porte, e é formado por um par de garras que descem tensionadas por meio de um pino com mola e que fecham quando apropriadamente po- sicionadas no fundo. Possui placas laterais e uma tela no topo da ca- çamba que previnem a perda de material no fechamento. Sobre a tela há ainda uma placa de borracha que impede a lavagem e consequente perda de material durante a subida (Fig. 25). Pesos adicionais podem ser acoplados ao equipamento a fim de estabilizar a sua descida. Figura 24. pegador van veen (Foto: César augusto m. roda/CetesB).