QUANTIFICAÇÃO DE CLOROFILAS a, b, c E FEOFITINA a NO SEDIMENTO DE MANGUEZAL DO ESTUÁRIO DO RIO COREAÚ, CE

QUANTIFICAÇÃO DE CLOROFILAS a, b, c E FEOFITINA a NO SEDIMENTO DE MANGUEZAL DO...

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QUANTIFICAÇÃO DE CLOROFILAS a, b, c E FEOFITINA a NO SEDIMENTO DE MANGUEZAL DO ESTUÁRIO DO RIO COREAÚ, CE.

QUANTIFICAÇÃO DE CLOROFILAS a, b, c E FEOFITINA a NO SEDIMENTO DE MANGUEZAL DO ESTUÁRIO DO RIO COREAÚ, CE.

Relatório de Análise Laboratorial da disciplina Oceanografia Química I, ministrada pela Profª. Dra. Silvia Kawakami.

INTRODUÇÃO4
MATERIAL E MÉTODOS5
ÁREA DE ESTUDO5
AMOSTRAGEM6
ANÁLISE LABORATORIAL7
TRATAMENTO ESTATÍSTICO10
RESULTADOS E DISCUSSÕES1
CONCLUSÃO14
REFERÊNCIAS14

Os manguezais formam comunidades únicas em regiões costeiras tropicais e subtropicais do globo terrestre, sendo um componente ecologicamente essencial de proteção contra a ação das marés (TAKEMURA et al., 2000; YE et al., 2003). Nos trópicos úmidos, onde as condições climáticas são favoráveis ao rápido crescimento das plantas, os manguezais apresentam normalmente uma alta produtividade (CLOUGH, 1992; CLOUGH et al., 1997) e consistem em fornecedores altamente eficientes de nutrientes essenciais para sustentar altas taxas de produção (BOTO, 1992).

Mesmo reconhecendo sua importância social e econômica para as diversas comunidades, o manguezal vem sofrendo impactos de diferentes naturezas. Esses impactos podem ser determinados por meio de análises fisiológicas e bioquímicas, refletindo bem, em alguns casos, os efeitos deletérios das alterações ambientais.

Um dos fatores ligados à eficiência fotossintética de plantas e consequentemente ao crescimento e adaptabilidade aos diversos ambientes, é a clorofila, presente em todos os vegetais verdes e outros organismos autotróficos, podendo ser empregado na determinação de índices de assimilação de nutrientes juntamente com medidas de produtividade primária, dado que toda produção orgânica de um ecossistema aquático depende dos organismos fotossintetizantes (COWAN, 1996).

A concentração de pigmentos fotossintéticos pode ser alterada por uma variedade de fatores, tanto físico-químicos quanto geológicos, climáticos e antropológicos, sugerindo sua utilização como indicador das condições ambientais. Variações nos teores desses pigmentos geralmente estão associadas a alterações no desempenho fotossintético (MacFARLANE; BURCHETT, 2001). Essas alterações induzem a redução no crescimento das plantas e consequente diminuição na produtividade do ecossistema (MacFARLANE, 2002).

Nesse contexto, o trabalho teve como objetivo investigar quantificar as concentrações de pigmentos fotossintetizantes (Clorofilas a, b, c e feofitina a) no substrato de manguezal do estuário do rio Coreaú.

O Rio Coreaú está localizado na região norte do estado do Ceará (figura 1), possui extensão de aproximadamente 150km e banha as cidades de Freicheirinha, Coreaú, Moraújo e Granja. A declividade no seu curso médio é alta, devido suas nascentes se encontrarem em grandes altitudes (PITOMBEIRA, 1976). Ele nasce da confluência dos riachos Jatobá e Caiçara, oriundos do sopé da serra de Ibiapaba, e desenvolve-se praticamente no sentido sul-norte, por 167,5km até o Oceano Atlântico (SIQUEIRA, 2012).

É considerado um rio temporário com débito fluvial sujeito às variações pluviométricas típicas da região, que é marcada por um período de alto índice de pluviosidade nos meses de janeiro a maio, e baixo nos meses de junho a dezembro. Nos períodos chuvosos, o escoamento ao longo dos canais dos rios é considerável, porém, após o final das precipitações verifica-se o total esgotamento das suas lâminas de água em um curto período de tempo. Quando a bacia hidrográfica se situa sobre terrenos cristalinos ocorrem inundações por causa da baixa porosidade destas rochas (SIQUEIRA, 2011).

Estima-se uma área de 174,2 km² de manguezais no estado do Ceará, dos quais 35,3 km² localizam-se no sistema estuarino do rio Coreaú. O estuário em questão possui a segunda maior área de manguezal do estado, perdendo em extensão apenas para o estuário do rio Timonha, com 50,1 km² (SEMACE, 2004).

A área do estuário do rio Coreaú foi classificada como de “muito alta importância biológica” para a conservação da diversidade biológica das zonas costeira e marinha. Esse estudo ainda apontou a necessidade de inventários e estudos mais aprofundados para a referida região e considerou a mesma como submetida a uma “média” pressão antrópica (MMA, 2002).

As coletas de sedimento foram realizadas no manguezal próximo ao estuário do rio Coreaú, em outubro de 2012, no período de baixo índice de pluviosidade e de maré baixa. Os pontos de coleta foram georeferenciados (Tabela 1) e no mesmo local obteve-se uma duplicata, a fim de oferecer maior confiabilidade nos dados.

Tabela 1: Coordenadas dos pontos de coleta no manguezal, no estuário do rio Coreaú.

Foram coletadas cinco amostras superficiais do sedimento com aproximadamente 2cm de profundidade, com auxílio de uma espátula e em seguida as amostras foram acondicionadas em sacos plásticos e armazenadas em um isopor com gelo, a fim de conservar as condições naturais das amostras

Figura 1: Mapa de localização do Rio Coreaú.

de sedimento. Para as análises em laboratório foram utilizadas apenas as amostras do ponto S4.

ANÁLISE LABORATORIAL As concentrações de clorofilas a, b, c e a feofitina a foram determinadas a partir do método espectrofotométrico descrito por Richards e Thompson (1952), modificado por Creitz e Richards (1955), de modo que foram utilizadas medidas da absorbância em quatro comprimentos de onda (630, 647, 664 e 750 nm) para estimar essa concentração, conhecida como método tricromático. Contudo, para a determinação de clorofilas a, b, c e feofitina a no sedimento, esse método foi adaptado.

Foram retiradas aproximadamente 3g das amostras de sedimento e colocadas em frascos tipo Falcom, cobertos com papel alumínio e identificados quanto ao ponto de coleta e peso da amostra (Figura 2A), para que as mesmas tivessem o mínimo de contato com a luz. Com auxílio de uma pipeta volumétrica, foram colocados 10mL de acetona 90% nos frascos com as amostras (Figura 2B), a fim de extrair os pigmentos de clorofila. Após a adição da acetona, as amostras foram maceradas com auxílio de uma espátula de aço (Figura 2C), para desagregar as partículas de matéria orgânica do sedimento. Em seguida, para que houvesse a quebra das células, os frascos foram conduzidos ao banho de ultrassom por 15 minutos (Figura 2D). Posteriormente, as amostras foram levadas à geladeira e resfriaram por 2 horas, completando o processo de extração dos pigmentos de clorofila.

Em seguida, as amostras foram levadas ao aparelho de centrifugação

(Figura 3C), onde foram rotacionadas por 15 minutos à 5000rpm, para que os pigmentos de clorofila ficassem suspensos e o sedimento depositado no fundo. Com cuidado para não agitar as amostras e ressuspender o sedimento, elas foram postas em cubetas com 1cm de caminho óptico (Figura 3B), com auxílio de uma pipeta de Pasteur (Figura 3D) e conduzidas a leitura no espectrofotômetro (Figura 3A).

Figura 2: Procedimentos de Análise Laboratorial: (A) frascos tipo Falcom, com amostras; (B) adicionando acetona 90%; (C) macerando a amostra, para quebra das partículas; (D) banho de ultrassom.

Antes da leitura das amostras, houve a leitura contra o branco (Figura 4A), que corresponde à água destilada reagida com acetona 90%, nos quatro comprimentos de onda (630, 647, 664 e 750nm), com a finalidade de detectar algum interferente na leitura da amostra. Após a leitura no branco, as amostras foram lidas nos quatro comprimentos de onda e os valores da absorbância foram anotados para cálculos posteriores.

Posteriormente, as amostras foram acidificadas com 2 gotas de ácido clorídrico (0,1 N), auxiliados com uma pipeta de Pasteur (Figura 4B) e homogeneizadas para converter clorofila a em feofitina a, aguardou-se um minuto e meio e as amostras foram lidas novamente no espectrofotômetro em dois comprimentos de onda (665 e 750 nm).

Figura 3: Espectrofotômetro (A), onde analisou-se o material através de cubetas (B), centrífuga (C) utilizada para rotacionar a amostra e pipetas de Pasteur (D), que auxiliou na introdução do material nas cubetas.

Ao término das análises, as soluções foram descartadas em um frasco de vidro para posteriormente ser entregue a instituições que manuseiam produtos químicos de forma adequada.

Os dados de absorbância foram utilizados nas seguintes equações para a obtenção das concentrações de clorofilas a, b, c e feotinina a:

A) Equações tricromáticas de Jeffrey e Humphrey - Subtraindo os valores de absorbância a 750 nm a partir dos valores de absorbância a 664, 647 e 630nm. Calcula as concentrações (mg/L) de clorofilas a, b e c.

Sendo:

CE,a = Concentração (mg/L) de clorofila a na extração da amostra analisada.

A B Figura 4: Branco utilizado nas análises (A) e acidificação com ácido clorídrico (B).

CE,b = Concentração (mg/L) de clorofila b na extração da amostra analisada.

CE,c = Concentração (mg/L) de clorofila c na extração da amostra analisada. B) Equação para feofitina a - Subtraiu-se os valores de absorbância a

750nm a partir dos valores de absorbância em 664 e 665nm. Calculou-se as concentrações (mg/L) na amostra de extrato, inserindo os valores corrigidos de absorbância 750nm nas seguintes equações:

Sendo:

PE,a = Concentração (mg/L) de feofitina a na extração da amostra analisada.

Abs 664 = absorbância da amostra a 664nm menos a absorbância de 750nm (medido depois da acidificação).

Abs 665 = absorbância a 665nm menos a absorbância de 750nm (medida após a acidificação).

Como a análise de clorofilas a, b, c e feofitina a foram feitas em amostras de sedimento, todos os valores obtidos foram convertidos para unidade de peso em µg.g-1, dividindo-se o valor encontrado pelo peso da amostra analisada.

Os valores obtidos para as concentrações de clorofilas a, b, c e feofitina a foram consideravelmente altos (em µg.g-1: 628,14; 132,90; 240,3; 625,94; respectivamente) quando comparados aos adquiridos em análises anteriores, que obteve-se valor de clorofila a, por exemplo, de 1,0 μg.g-1. A distribuição das formas de clorofilas e de feofitina a analisadas são demonstradas na figura 5, em que as formas b e c do primeiro pigmento estão em menores concentrações e a feofitina a apresenta uma relação direta com a clorofila a.

De fato, as concentrações desses pigmentos parecem estar intimamente relacionadas, de modo que a maior concentração de clorofila a é acompanhada por uma maior concentração de feofitina a e vice-versa. Este fato pode ser reflexo do grande dinamismo entre o crescimento e degradação das comunidades microfitobênticas (MAGALHÃES, 1999), embora Hargrave (1983) tenha verificado a existência de uma correlação negativa entre estas duas variáveis.

Além disso, o íon metálico Mg2+ pode ser substituído por dois átomos de hidrogênio (Figura 6), modificando a clorofila a para a sua versão desmetalada, denominada feofitina a, através da reação de hidrólise ácida (DUJARDIN et al, 1975). Esse pode ser o maior responsável pela relação entre os referidos pigmentos.

Figura 6: Estrutura e obtenção da feofitina a, a partir da clorofila a.

Clorofila aClorofila bClorofila cFeofitina a

Concentração dos pigmentos (µg.g-1)

Figura 5: Concentrações das formas de clorofila (a, b e c) e de feofitina a do ponto S4, no estuário do rio Coreaú-CE.

Em substratos cujo sedimento é mais fino, geralmente são referidos valores superiores de clorofila a, em relação aos arenosos (SHAFFER; ONUFF, 1983; DELGADO, 1989), o que pode explicar a maior concentração desse pigmento, uma vez que eles foram coletados em substrato de manguezal.

Alguns estudos registraram uma relação fortemente significativa entre a concentração de clorofila a à superfície do sedimento (1cm) e o fluxo de alguns nutrientes (fosfato, amônia e sílica), caracterizada pelo aumento da libertação de cada um desses nutrientes para a coluna d’água quanto maior for a concentração de clorofila a na superfície do sedimento (COWAN et al, 1996; COWAN; BOYNTON, 1996). Esses estudos sugeriram que a concentração de clorofila a funciona como matéria orgânica disponível, aumentando as taxas de decomposição e deste modo, a disponibilidade de nutrientes na água intersticial. Portanto, é possível inferir que as concentrações desses nutrientes são significativas, no local de coleta, haja vista que os valores para clorofila a foram consideravelmente altos. A relação entre a produtividade primária e a concentração em clorofila a no sedimento é documentada em inúmeros trabalhos (HARGRAVE, 1983; SULLIVAN; MONCREIFF, 1988; BROTAS; CATARINO, 1995), onde é caracterizada como diretamente proporcional. Nesse sentido, é possível que a produtividade primária na região de coleta seja significante, devido aos altos valores de clorofila a no sedimento, pertencente ao ecossistema manguezal, sendo esse marcado pelos elevados índices de matéria orgânica e, portanto, de produção primária abundante. A clorofila a é encontrada em todas as plantas que têm a participação do oxigênio durante o processo de fotossíntese e é a principal clorofila encontrada nas algas e em plantas que produzem sementes, podendo ser facilmente extraída destes vegetais (SMITH et al, 1985). Trata-se do único pigmento verde encontrado em algas amarelo-verdes, azul-verdes e algumas algas vermelhas. De maneira geral, essa forma de clorofila é a mais comumente encontrada nas espécies vegetais. Assim, esse pode ter sido o principal motivo da sua concentração significativamente maior, em relação às outras.

Os valores de clorofilas a e feofitina a nos permite presumir que o ambiente de coleta é extremamente rico em concentrações de matéria orgânica viva e em decomposição, além de nutrientes como fosfato, amônio e sílica. A estreita relação entre os pigmentos clorofila a e feofitina a também foi corroborada nesse estudo.

Contudo, é importante que se façam análises de outros parâmetros norteadores para o conhecimento desses aspectos, bem como de fatores que melhor possam explicar as relações encontradas através dessas análises.

BOTO, K.G. 1992. Nutrients and mangroves. In: Connell, D. W.; Hawker, D. W. (Eds.). Pollution in Tropical Aquatic Systems. CRC Press, Boca Raton. p. 129- 145.

BROTAS, V.; CATARINO, F. 1995. Microphytobenthos primary production of Tagus estuary intertidal flats (Portugal). Neth J Aqua. Ecol. 29:3-339.

CLOUGH, B.F. 1992. Primary productivity and growth of mangrove forests. In: Robertson, A. I.; Alongi, D. M. (Eds.). Tropical Mangrove Ecosystems. Coastal and Estuarine Studies No. 41, American Geophysical Union, Washington, DC. p. 225-249.

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COWAN, J.L.W.; PENNOCK, J.R.; BOYNTON, W.R. 1996. Seasonal and interannual patterns of sediment-water nutrient and oxygen flux in Mobile Bay, Alabama (USA): regulating factors and ecological significance. MarEcol Prog Ser. 141:229-245.

COWAN, J.L.W; BOYNTON, W.R. 1996. Sediment water oxygen and nutrient exchanges along the longitudinal axis of Chesapeache Bay: seasonal patterns, controlling factors and ecological significance. Estuaries. 18:562-580.

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